Dissertao_Joyce_Herculano_Lopes.pdf
Documento PDF (676.6KB)

Exibir conteúdo Baixar

                    UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS
CAMPUS DE ENGENHARIAS E CIÊNCIAS AGRÁRIAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PROTEÇÃO DE PLANTAS

JOYCE HERCULANO LOPES

CONTROLE BIOLÓGICO DA PODRIDÃO FLORAL DOS CITROS

RIO LARGO-AL
2025

JOYCE HERCULANO LOPES

CONTROLE BIOLÓGICO DA PODRIDÃO FLORAL DOS CITROS

Dissertação de mestrado apresentada ao
Programa de Pós-Graduação em Proteção de
Plantas da Universidade Federal de Alagoas,
como requisito para obtenção do título de
Mestre em Proteção de Plantas.
Orientador:
Gagliardi.

RIO LARGO-AL
2025

Prof.

Dr.

Paulo

Roberto

Catalogação na Fonte
Universidade Federal de Alagoas
Biblioteca Campus de Engenharias e Ciências Agrárias
Bibliotecário Responsável: Erisson Rodrigues de Santana - CRB4 - 1512

L864c

Lopes , Joyce Herculano.
Controle biológico da podridão floral dos citros. / Joyce Herculano Lopes . – 2025 .
41f.: il.
Orientador (a): Paulo Roberto Gagliardi.
Dissertação (Mestrado em Proteção de plantas) – Programa de Pós -Graduação em
Proteção de plantas , Campus de Engenharias e Ciências Agrárias, Universidade
Fed eral de Alagoas. Rio Largo, 2025.
Inclui bibliografia .
1. Antagonismo. 2. Bioensaio. 3. Bioprodutos. 4. Estrelinha dos citros. 5. Citricultura .
I. Título.
CDU: 632.9

AGRADECIMENTOS
A realização desta dissertação foi um desafio significativo, repleto de aprendizados e
conquistas, que só foram possíveis graças ao apoio e incentivo de muitas pessoas. A todos,
minha mais sincera gratidão.
Primeiramente, agradeço a Deus, pela força e resiliência que me permitiram concluir
mais esta etapa da minha vida acadêmica.
Ao meu orientador, Dr. Paulo Roberto Gagliardi, pela orientação precisa, paciência e
incentivo contínuo, sempre me desafiando a buscar a excelência e o pensamento crítico. Sua
dedicação e conhecimento foram fundamentais para a construção deste trabalho.
Aos membros da banca examinadora, Dr. Adriano Márcio Silva Freire e Dr. Frederico
Alberto de Oliveira, por aceitarem participar deste momento tão importante, contribuindo com
suas sugestões e questionamentos enriquecedores para a melhoria desta dissertação.
Aos colegas e amigos de laboratório e do programa de pós-graduação, que tornaram os
desafios da pesquisa mais leves e contribuíram com discussões, trocas de experiências e
momentos de descontração. Em especial, Jackelyne Panta, Jackeline Moreira, Michele Santos,
Gleicy Menezes, Deivid Oliveira, Pedro Vinícius, Matheus Emannuel e Conceição Góes.
À Universidade Federal de Alagoas, ao Programa de Pós-Graduação em Proteção de
Plantas e a Universidade Federal de Sergipe por fornecerem a estrutura necessária para o
desenvolvimento deste trabalho, assim como à Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de
Alagoas que apoiou financeiramente esta pesquisa.
À minha família, pelo amor incondicional, apoio inabalável e compreensão ao longo
desta jornada. Em especial, minha mãe Vera Lúcia, minha irmã Vitória Beatriz, meu parceiro
de vida Gustavo Santos, por sempre acreditarem em mim e me motivarem a seguir em frente.
Com um carinho especial, dedico este trabalho à memória de José Maria, meu pai, que foi uma
fonte de inspiração e apoio.
Por fim, a todos que, de alguma forma, contribuíram para a realização deste trabalho,
meus mais sinceros agradecimentos!

Mesmo a menor das criaturas pode mudar o curso do futuro.
(J. R. R. Tolkien)

RESUMO
A compreensão das populações antagônicas tem potencial para a elaboração de estratégias de
gerenciamento de campo e aumento da eficácia do controle biológico. Assim, esta pesquisa teve
como objetivo avaliar a eficiência de isolados de bactérias provenientes de diferentes ambientes
no estado de Sergipe no controle biológico de fitopatógenos do gênero Colletotrichum, agente
causal da podridão floral dos citros e busca contribuir para a identificação de microrganismos
promissores que possam ser utilizados como alternativas ao controle químico convencional,
promovendo uma abordagem ambientalmente segura e potencialmente aplicável em larga
escala. A pesquisa experimental foi dividida em cinco etapas principais: caracterização
morfológica dos microrganismos selecionados, seleção in vitro de isolados bacterianos com
potencial antagonista, avaliação da suscetibilidade a antibióticos, capacidade de formação de
biofilme e produção de inóculo para aplicação em campo. Os experimentos de antagonismo
seguiram um delineamento inteiramente casualizado, conduzidos sob condições controladas.
Parâmetros como crescimento micelial e formação de halo de inibição foram avaliados para
identificar instâncias de antagonismo. Isolados antagônicos foram caracterizados quanto à
morfologia da colônia, pigmentação e coloração de Gram e testados quanto à suscetibilidade a
antibióticos e capacidade de formação de biofilme. Os resultados indicaram que diversos
microrganismos testados apresentaram efeito antagônico sendo Streptomyces avermitillis e
Azospirillum brasilense os que se destacaram com médias de inibição de 94,3 e 79,5%
respectivamente. Observou-se que a maioria das bactérias estudadas foi classificada como forte
produtora de biofilme, o que pode favorecer sua persistência no ambiente e eficácia no controle
biológico. Os resultados deste estudo reforçam o potencial do controle biológico como
alternativa sustentável ao uso de fungicidas sintéticos no manejo da podridão floral dos citros,
reduzindo impactos ambientais e riscos de resistência do fitopatógeno.
Palavras-chave: antagonismo; bioensaio; bioprodutos; estrelinha dos citros; citricultura.

ABSTRACT
Understanding antagonistic populations has the potential to support the development of field
management strategies and enhance the effectiveness of biological control. Thus, this research
aimed to evaluate the efficiency of bacterial isolates from different environments in the state of
Sergipe in the biological control of phytopathogens of the genus Colletotrichum, the causal
agent of citrus blossom-end rot. The study seeks to contribute to the identification of promising
microorganisms that may serve as alternatives to conventional chemical control, promoting an
environmentally safe approach with potential for large-scale application. The experimental
research was divided into five main stages: morphological characterization of selected
microorganisms, in vitro selection of bacterial isolates with antagonistic potential, evaluation
of antibiotic susceptibility, biofilm-forming capacity, and inoculum production for field
application. Antagonism experiments followed a completely randomized design and were
conducted under controlled conditions. Parameters such as mycelial growth and inhibition halo
formation were evaluated to identify instances of antagonism. Antagonistic isolates were
characterized in terms of colony morphology, pigmentation, and Gram staining, and were tested
for antibiotic susceptibility and biofilm-forming capacity. The results indicated that several
tested microorganisms exhibited antagonistic effects, with Streptomyces avermitilis and
Azospirillum brasilense standing out with inhibition averages of 94.3% and 79.5%,
respectively. Most studied bacteria were classified as strong biofilm producers, which may
favor their persistence in the environment and effectiveness in biological control. The findings
of this study reinforce the potential of biological control as a sustainable alternative to synthetic
fungicides in the management of citrus blossom-end rot, reducing environmental impacts and
the risk of pathogen resistance.
Keywords: antagonism; bioassay; bioproducts; citrus blossom-end rot; citrus farming.

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO .........................................................................................................
2 REFERENCIAL TEÓRICO ....................................................................................
2.1 Histórico da citricultura no Brasil ........................................................................
2.2 Importância econômica da cultura .......................................................................
2.3 Podridão floral dos citros .......................................................................................
2.4 Etiologia ...................................................................................................................
2.5 Sintomatologia ........................................................................................................
2.6 Controle ...................................................................................................................
2.7 Controle biológico no semiárido brasileiro ..........................................................
2.8 Microrganismos no biocontrole de doenças de plantas ......................................
3 MATERIAL E MÉTODOS ......................................................................................
3.1 Caracterização morfológica dos isolados bacterianos ........................................
3.2 Teste de antibiose in vitro .......................................................................................
3.3 Teste de sensibilidade a antibiótico .......................................................................
3.4 Capacidade de formação de biofilme ....................................................................
3.5 Produção de inóculo para aplicação em campo ...................................................
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ..............................................................................
4.1 Caracterização morfológica dos isolados bacterianos ........................................
4.2 Teste de antibiose in vitro .......................................................................................
4.3 Teste de sensibilidade a antibiótico .......................................................................
4.4 Capacidade de formação de biofilme ....................................................................
4.5 Produção de inóculo para aplicação em campo ...................................................
5 CONCLUSÃO ...........................................................................................................
REFERÊNCIAS ...........................................................................................................

7
10
10
10
12
12
14
15
18
20
23
23
25
25
26
27
28
28
29
32
34
36
38
39

7

1 INTRODUÇÃO
Os números expressivos da citricultura nacional traduzem a sua importância na economia
do país. O Brasil tem sido líder mundial de produção de laranjas, com uma produção de 15,8
milhões de toneladas, seguido pela China com 7,3 milhões e Estados Unidos com 5,8 milhões
(CONAB, 2020). No ano de 2024 a produção nacional gerou um valor bruto de 28,57 bilhões
de reais (MAPA, 2025).
O Brasil é responsável por cerca de 50% da produção mundial de suco de laranja e exporta
98% do que produz, alcançando assim 85% de participação no mercado mundial. O que não
vai para indústria, como as laranjas de mesa, é destinado principalmente ao mercado interno
para atender o consumo in natura, representando cerca de 30% da produção nacional
(CROPLIFE, 2024).
Nos primeiros seis meses da safra 2024/2025 (julho a dezembro de 2024), o Brasil exportou
535.604 toneladas de suco de laranja, uma redução de 20% em relação ao mesmo período da
safra anterior. Apesar da queda no volume exportado, a receita aumentou 43%, totalizando US$
1,88 bilhão, devido aos altos preços nacionais (CITRUSBR, 2024).
Embora reúna grande estrutura e tecnologia, a cultura dos citros é afetada por diversos
patógenos como fungos, bactérias e vírus. Dentre as principais doenças fúngicas destaca-se a
Podridão Floral dos Citros (PFC), responsável por perdas de até 80% de produção quando as
condições climáticas são muito favoráveis ao patógeno (BEHLAU et al., 2021) como é
frequentemente observado na região Nordeste do Brasil. Considerando que os citros
representam uma das principais commodities brasileiras, tais perdas se traduzem em prejuízos
substanciais que devem ser evitados (FUNDECITROS, 2021).
O Colletotrichum acutatum é o patógeno causador da PFC e representa uma ameaça
significativa para a indústria citrícola. Essa doença é caracterizada pela infecção dos tecidos
florais das plantas de citros, resultando em sintomas como a necrose dos órgãos reprodutivos.
O fungo é capaz de sobreviver em diferentes partes da planta, incluindo flores e frutos, levando
a perdas substanciais na produção (CANALE et al., 2022). Hoje é sabido que há um complexo
de fungos deste gênero, Silveira et al. (2016) associou a espécie de C. gloeosporioides à PFC,
demonstrando que, além de C. acutatum, C. gloeosporioides também pode estar envolvido na
etiologia da doença. No entanto, a presença e a predominância de cada espécie podem variar
conforme as condições ambientais e os tecidos vegetais analisados.

8

Diante destes fatores é possível inferir que essa doença contribui para o decréscimo da
produção na citricultura. Assim surge a necessidade de se buscar alternativas para se minimizar
seus efeitos, como por exemplo realizar podas na parte baixeira da copa para facilitar a
circulação do ar e poda de limpeza para retirar do pomar todos os ramos secos e as "estrelinhas"
que permanecem nos ramos por muito tempo e queimá-los ou enterrá-los e, evitar as cortinas
quebra-ventos muito próximas ao pomar.
Os fungicidas recomendados para o manejo da PFC são pertencentes aos grupos dos triazóis
(inibidores da desmetilação de esteróis, - DMI) e das estrobilurinas (inibidores de quinona
externa, - QoI). As misturas formuladas dos dois grupos de fungicidas são as mais eficientes e
empregadas no controle da doença (BEHLAU et al., 2021).
Levando em consideração esses aspectos pode-se concluir que é uma doença de difícil
controle, exigindo diferentes estratégias de manejo. Os métodos contemporâneos utilizados têm
sido dispendiosos e com eficiência decrescente. Além disso, o uso excessivo e contínuo de
agrotóxicos tem desencadeado diversos problemas ambientais como a contaminação de
alimentos, do solo, da água e de animais, além do desenvolvimento de resistência de patógenos,
pragas e de plantas invasoras. Também contribui para o desequilíbrio biológico, alterando a
ciclagem de nutrientes e da matéria orgânica, a eliminação de organismos benéficos e a redução
da biodiversidade, além de causar a intoxicação de agricultores (BETTIOL et al., 2019).
Com isso, diante do impacto presente da agricultura convencional no meio ambiente e
da crescente contaminação da cadeia alimentar, o cenário agrícola brasileiro vem mudando
mediante o elevado anseio da sociedade por novas tecnologias, visando uma agricultura mais
sustentável (ZANUNCIO JUNIOR et al., 2022).
Dentre os métodos do manejo integrado de doenças (MID), que são medidas realizadas
em conjunto para reduzir danos empregado por patógenos sobre culturas vegetais, está o
controle biológico (FONSECA e ARAUJO, 2020). O fundamento do controle biológico baseiase em utilizar recursos naturais para reduzir a população de agentes considerados pragas, tais
como: insetos e plantas daninhas (LANDERS e OLIVEIRA, 2021).
O uso de bioinsumos está em ascensão global, e no Brasil essa tendência se evidencia
de maneira ainda mais acentuada. Em 2020, o Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento (MAPA) registrou 95 defensivos de baixo risco, englobando uma gama de
produtos biológicos, microbianos, semioquímicos, bioquímicos, extratos vegetais e reguladores
de crescimento. Isso representa um aumento de 121% em comparação com o ano anterior.
Enquanto a taxa de crescimento global se mantém em torno de 15% ao ano, no Brasil, esse
crescimento é aproximadamente o dobro, alcançando 28%, com um mercado que movimenta

9

mais de R$ 1 bilhão (MAPA, 2021).
O Brasil, até 2020, possuía 256 produtos de controle biológico registados, no entanto,
mais de 50% dos produtores rurais brasileiros dizem não conhecer tais produtos. Dentre os que
já empregaram biodefensivos, 76% relatam que consideram o controle biológico eficiente e
60% acham a aplicação segura. Os produtores que adotaram o controle biológico afirmam que
a decisão foi motivada pela valorização na pós-venda, segurança, proteção do meio ambiente e
aumento da produtividade. Para 96% deles, a tendência é de crescimento do mercado nos
próximos cinco anos (MAPA, 2020).
O controle biológico de doenças é uma área ascendente cujas pesquisas são cruciais para
desenvolvimento de produtos comerciais. No Brasil, o primeiro estudo de controle biológico de
doenças de planta foi publicado em 1950 pelo pesquisador Reginaldo Foster sobre a atuação do
fungo Trichoderma sp. sob o vírus do mosaico em fumo, porém, o primeiro produto biológico
comercial só foi registrado em 2009, e este microrganismo é ainda até hoje o mais estudado no
Brasil quando se trata de controle biológico (MORANDI e BETTIOL, 2020).
Nesse contexto, a bioprospecção de isolados nativos surge como uma estratégia
promissora, uma vez que microrganismos isolados da mesma região onde a doença ocorre
podem apresentar maior adaptabilidade às condições ambientais locais. Isso pode resultar em
maior eficiência no controle biológico e melhor sobrevivência no campo, favorecendo o
desenvolvimento de agentes de biocontrole mais sustentáveis e competitivos.
Esta pesquisa teve como objetivo avaliar a eficiência de isolados de bactérias
provenientes de diferentes ambientes no estado de Sergipe no controle biológico de
fitopatógenos do gênero Colletotrichum, agente causal da podridão floral dos citros.
Considerando o impacto econômico da doença na citricultura e a necessidade de estratégias
sustentáveis de manejo, este estudo busca contribuir para a identificação de microrganismos
promissores que possam ser utilizados como alternativas ao controle químico convencional,
promovendo uma abordagem ambientalmente segura e potencialmente aplicável em larga
escala.

10

2 REFERENCIAL TEÓRICO
2.1 Histórico da citricultura no Brasil
As frutas cítricas são muito populares em todo o mundo. Elas são originárias da Ásia, e
alguns estudos indicam que as árvores de citros surgiram no leste asiático, sendo mencionadas
pela primeira vez na literatura chinesa há 2000 a.C. (VASHISTH E KADYAMPAKENI, 2020).
Os citros pertencem ao gênero Citrus, que faz parte da família Rutaceae. Este gênero
engloba uma variedade de árvores e arbustos perenes, conhecidos por suas frutas cítricas
comestíveis e suculentas. As espécies mais comuns incluem laranjas (Citrus sinensis), limões
(Citrus limon), limas (Citrus aurantiifolia), grapefruits (Citrus paradisi) e tangerinas (Citrus
reticulata) (SOUZA, 2022).
A classificação botânica dos citros é caracterizada por folhas alternadas, flores brancas e
perfumadas, além de frutas com uma casca exterior espessa e polpa interna suculenta. Essas
plantas podem ser propagadas por sementes, mas a maioria das variedades comerciais é
cultivada através de técnicas de enxertia para preservar características desejáveis (SOUZA,
2022).
A história da citricultura no Brasil é rica e está intrinsecamente relacionada à própria
evolução do país. Cerca de 1530 após o descobrimento, os portugueses introduziram as
primeiras sementes de laranja doce nas áreas que atualmente são os estados da Bahia e São
Paulo. As árvores se beneficiaram de condições ecológicas propícias e geraram frutos de alta
qualidade. No entanto, o desenvolvimento comercial da citricultura começou apenas na década
de 1930, começando nos estados de São Paulo, Rio de Janeiro e Bahia, e posteriormente se
expandindo para outras áreas do Brasil (SANTOS, 2019).
O cultivo dos citros no Brasil, concentra cerca de 77% no Estado de São Paulo, e o restante
distribuído nos estados: Sergipe, Bahia, Minas Gerais, Paraná e Rio Grande do Sul. O Estado
de São Paulo possui mais de 80% da capacidade de processamento (FAESP, 2023). As laranjas
Pêra, Natal e Valência são as variedades comerciais mais cultivadas, nas regiões centro, leste e
sul do estado de São Paulo, que representam quase 75% do total da produção brasileira de
laranja doce (IBGE, 2019). As laranjas doces ‘Pêra’, ‘Natal’ e ‘Valência’ correspondem a 73%
das áreas produtoras de citros no estado de São Paulo segundo a Fundecitrus (2020).
2.2 Importância econômica da cultura
O Brasil é o líder mundial na produção e na exportação de laranja com produção de 15,8
milhões de toneladas de laranja em 2020 (CONAB, 2020); bem mais que a China e os Estados

11

Unidos, que produziram 7,3 e 5,8 milhões de toneladas respectivamente. O país também tem o
maior número de produtores e a maior área plantada de citros do mundo, com 1,44 milhões de
estabelecimentos produtores de laranja, limão ou tangerina, totalizando uma área plantada de
2,9 milhões de hectares. Todo esse volume gerou um valor bruto de 14,9 bilhões de reais em
2019 (SANTOS, 2019).
O país também é o líder mundial na exportação de suco de laranja. De acordo com o
Comex Stat (2020), as vendas externas ultrapassaram US$ 1,4 bilhão. E no primeiro
quadrimestre de 2021, a exportação já supera 21,2% o registrado no mesmo período do ano
passado. Segundo a CitrusBR (2020), o Brasil responde por 79% do suco de laranja
comercializado no mundo. Essa riqueza está distribuída em centenas de empresas ligadas
diretamente ao setor, em milhares de propriedades rurais, gerando milhares de empregos diretos
e indiretos, recolhendo impostos, movimentando estabelecimentos dedicados ao cultivo da
laranja.
Em todo o Brasil são mais de 3.000 municípios onde a cultura está presente. Segundo o
CAGED (2022), o estado de São Paulo detém cerca de 80% da produção nacional de sucos de
laranja, responsável por empregar aproximadamente 200.000 mil pessoas sendo o setor da
agricultura. No período de julho a setembro de 2021, período que marca o primeiro trimestre
da safra 2021/2022, a produção de laranjas gerou 11.469 novos postos de trabalho o que
corresponde a 6,18% dos 185.677 postos de trabalho gerados pela agricultura no Brasil no
período (CAGED, 2022).
Embora São Paulo se destaque como principal produtor nacional, outras regiões também
apresentam significativa importância na citricultura, como o polo citrícola de Sergipe. O estado
se destaca como o segundo maior fornecedor de laranja para as Centrais de Abastecimento
(Ceasas) do Brasil, refletindo a importância da citricultura sergipana no mercado nacional, com
plantações que se estendem da Região Centro-Sul para o Sul do estado, formando um contínuo
com o polo citrícola fronteiriço da Bahia. Sergipe contribui com 6,96% da área colhida e 4,16%
da produção nacional, além de dispor de um relevante parque agroindustrial para o
processamento da fruta, com duas fábricas no município de Estância e uma no município de
Boquim (EMDAGRO, 2024).
De acordo com a Secretaria de Estado da Agricultura, Desenvolvimento Agrário e de
Pesca (Seagri) (2024) e a Empresa de Desenvolvimento Agropecuário de Sergipe (Emdagro)
(2024), a produção de laranja em Sergipe em 2024 atingiu aproximadamente 439 mil toneladas,
representando um aumento de cerca de 15% em relação a 2023, quando a produção foi de 382
mil toneladas. Este crescimento contraria a previsão inicial do Instituto Brasileiro de Geografia

12

e Estatística (IBGE), que estimava uma queda de 3,9% na produção do estado para 2024. Este
excelente desempenho pode ser atribuído a fatores como a sanidade dos pomares, o rigoroso
controle sanitário nas fronteiras realizado pela Emdagro e a produção de mudas saudáveis em
viveiros telados. Além disso, condições climáticas favoráveis também contribuíram para o
aumento da produção.
Com essa produção, Sergipe mantém-se como o quinto maior produtor nacional de
laranja e o segundo do Nordeste. A cultura da fruta representa 14% do valor total da produção
agrícola sergipana, e o suco de laranja foi responsável por 68,5% do valor total das exportações
do estado em março de 2024, totalizando aproximadamente US$ 9,8 milhões. Em 2023, Sergipe
respondeu por 99% do valor das exportações nordestinas de suco de laranja (SEAGRI, 2024).
2.3 Podridão floral dos citros
A podridão floral dos citros (PFC) é uma doença que surgiu em 1956 na América Central
em Belize (FAGAN, 1979). Ela se tornou endêmica e importante em muitas regiões produtoras
com clima tropical úmido. No Brasil, a PFC tem afetado principalmente as plantas de lima ácida
Tahiti. O primeiro relato ocorreu em 1977, no Rio Grande do Sul e em São Paulo, e depois se
espalhou para o Rio de Janeiro e Sergipe.
A doença é encontrada em todos os estados brasileiros produtores de citros.
(FEICHTENBERGER et al., 1997; MELO e MORAIS, 1999). Além disso, regiões litorâneas,
como as do estado de Sergipe, apresentam condições climáticas favoráveis ao desenvolvimento
da doença, como alta umidade e temperaturas amenas, tornando as plantas mais suscetíveis.
Sergipe, um dos principais polos citrícolas do Brasil, tem grande relevância na produção
nacional, o que reforça a necessidade de estratégias eficazes de manejo fitossanitário para
reduzir os impactos da PFC (FUNDECITRUS, 2023).
2.4 Etiologia
Espécies de fungo do gênero Colletotrichum colonizam uma grande diversidade de
espécies vegetais, e podem obter nutrientes de forma necrotrófica, hemibiotrófica e endofítica,
e até mesmo de forma biotrófica (JAYAWARDENA, 2016).
A podridão floral dos citros é acometida por duas diferentes espécies do gênero
Colletotrichum: C. acutatum e C. gloeosporioides (LIMA et al., 2011). Estudos mostraram que
as espécies C. fructicola e C. siemense também estão associadas à doença (WEIR; JOHNSTON;
DAMM, 2012). Na região citrícola paulista, por exemplo, mais de 80% dos ataques de podridão
floral são causados por espécies do fungo C. acutatum (SILVA JUNIOR, 2018).

13

Lima et al., (2011) constataram que os isolados de C. gloeosporioides que causam PFC
são aparentemente menos agressivos que os de C. acutatum. A incidência da doença, avaliada
pelas flores atacadas ou por cálices persistentes, foi menor quando as plantas foram inoculadas
com C. gloeosporioides do que aquelas inoculadas com C. acutatum. Tal comportamento pode
explicar a menor incidência do C. gloeosporioides em comparação ao C. acutatum.
As diferenças nas proporções das espécies do gênero Colletotrichum em pomares de
citros também podem estar relacionadas ao controle químico da doença. Fungicidas à base de
benzimidazol são comumente aplicados no Estado de São Paulo para o controle da PFC. No
entanto, apenas C. gloeosporioides é sensível a esses produtos (PERES et al., 2005).
Gonçalves et al. (2021) concluíram que as espécies C. acutatum e C. gloeosporioides
têm temperaturas ótimas para crescimento in vitro de 23-27 °C, mas podem crescer numa faixa
de 15-30 °C, e nas flores a germinação de conídios se inicia após um período de molhamento
de 12 a 24 horas (FEICHTENBERGER et al., 1997).
Estudos agroclimáticos realizados por Soares-Colletti et al. (2016) no estado de São
Paulo, mostraram que sob temperatura de 22 °C ± 30 °C e precipitação acumulada de 40 mm,
entre o pico de floração e 50% de flores restantes, a incidência da PFC pode chegar a 10%. No
entanto, sob as mesmas condições, se a precipitação acumulada for de 80 mm, a incidência da
doença pode atingir até 60%. De acordo com os autores, estes dados refletem a característica
explosiva da PFC sob condições ambientais favoráveis ao fungo.
Entretanto, tem-se observado manifestações da doença mesmo em áreas cujo ambiente
mostra-se menos propício a esses patógenos, notadamente sob períodos de umidade foliar de
menor duração. Pressupõe-se desta forma que tal comportamento poderia estar associado ao
envolvimento de uma espécie adicional do patógeno, ou a uma melhor adaptação do agente
causal às condições ambientais prevalecentes, resultante, pois, de sua diversidade genética
(SILVEIRA et al., 2016).
A infecção por C. acutatum ocorre apenas em pétalas de flores e origina acérvulos 4 a
5 dias após o estabelecimento do fungo. Estes, passam a produzir conídios em abundância, os
quais são dispersos por respingos de chuvas para outras flores durante o período de floração
(FEICHTENBERGER et al., 1997).
Peres et al. (2005) verificaram que o fungo se comporta como necrotrófico nas flores e
como biotrófico nas folhas. Assim, o fungo se reproduz principalmente nas pétalas das flores e
não coloniza prontamente e não forma acérvulos em outros tecidos. Os acérvulos só se formam
em outros tecidos quando o tecido é morto em condições artificiais, e o fungo não se reproduz
na ausência de flores. A sobrevivência do fungo durante os períodos de não floração ocorre por

14

meio de apressórios que se formam na superfície das folhas, galhos e cálices persistentes
formados como resultado da infecção das flores.
Agostini e Timmer (1994) relataram que durante o florescimento, os respingos de água
oriundos das flores induzem o apressório a germinar sobre as folhas e produzir “conídios
secundários” sem formação de acérvulo. Esses conídios secundários, através de respingos
atingem as flores sadias e iniciam o processo de infecção, formando os sintomas de lesões
alaranjadas nas pétalas após 3 a 4 dias.
Se tratando da disseminação da doença alguns insetos foram estudados e
aproximadamente 2% destes tinham esporos de Colletotrichum externamente em seu corpo e a
maioria dos insetos eram pertencentes às famílias Drosophilidae, Apidae e Formicidae, com
destaque para Drosophila melanogaster e Apis melífera que poderia ser um agente
disseminador a longas distâncias (PEÑA e DUNCAN, 1989). Apesar destes autores terem
constatado de que alguns insetos continham esporos de Colletotrichum, nenhuma evidência
clara pode confirmar se eles estão envolvidos realmente na disseminação, porém podemos
inferir como Silva Junior, (2011) de que há grande possibilidade de alguns insetos como as
abelhas estarem relacionados a disseminação primária de C. acutatum em pomares de citros.
2.5 Sintomatologia
Silva Jr. et al. (2014) constataram que tanto os sintomas causados tanto por C. acutatum
quanto por C. gloeosporioides são de difícil distinção e não há nenhuma evidência de diferenças
de dispersão entre as duas espécies.
Silva Jr. (2018), relatou sobre os sintomas e descreveu como inicialmente se formam
lesões alaranjadas nas pétalas, e lesões negras no estigma e estilete (Figura 1A). Os frutos ainda
jovens ficam amarelos e caem prematuramente (Figura 1B). E após essa queda, os cálices
permanecem retidos na planta por vários meses e a partir daí a doença ficou conhecida como
“estrelinha” (Figura 1C). Descrição parecida com a de Feichtenberger et al. (1997), que
relataram que a doença causa lesões necróticas de coloração róseo-alaranjada. As lesões
geralmente aparecem em pétalas, após a abertura dos botões florais, embora, em ataques
severos, as lesões possam ocorrer antes mesmo da abertura das flores, provocando completa
podridão dos botões florais.
Figura 1 - Sintomas de Podridão Floral dos Citros: A) sintomas nas pétalas e no estigma da
flor; B) Sintomas nos frutos, e; C) Sintomas de estrelinha - cálices remanescentes.

15

Fonte: FUNDECITRUS (2021).
Foi constatado também por Silva Jr. (2018), que os danos causados na planta pela PFC
estão diretamente ligados a consecutivas chuvas com o período de molhamento prolongado.
Assim as epidemias dessa doença explodem quando esse período de umidade prolongada ocorre
muitas vezes durante a floração.
2.6 Controle
Para se controlar uma doença é importante sempre ter estabelecido o entendimento das
relações patógeno-hospedeiro-ambiente, além de definir também a etiologia correta da doença,
tendo em vista que as decisões de controle podem ser tomadas de maneira errônea, como no
caso da podridão floral que inicialmente foi controlado pelo 2,4-D (FAGAN,1984). Somente
quando a etiologia foi esclarecida que a doença passou a ser controlado com fungicidas.
A AGROFIT, Sistema de Agrotóxicos Fitossanitários, em dezembro de 2021,
apresentou oito produtos indicados para o controle da podridão floral dos citros ou estrelinha,
apresentados na tabela 1.
A Fundecitrus juntamente com a ESALQ/USP e a Universidade da Florida,
desenvolveram um sistema gratuito que ajuda o produtor da região paulista a monitorar os riscos
de infecção da doença, assim, com esse sistema, o produtor pode ter acesso a dados de
temperatura e molhamento, que vão estimar a germinação de esporos do fungo. Esses dados
são coletados por meio de estações meteorológicas instaladas em várias propriedades da região.
Os dados são processados e enviados de forma intuitiva para o produtor (SILVA JR, 2018).
Tabela 1 - Produtos registrados no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento para
controle da podridão floral dos citros.
Produto
Ingrediente Ativo
Titular do Registro
(Grupo Químico)
Bendazol

carbendazim (benzimidazol)

Adama Brasil S.A. Londrina

16

Cuantiva

fluxapiroxade (carboxamida) +

Basf S.A. – São Paulo

piraclostrobina (estrobilurina)
Fitter
Helmstar Plus
Nativo

ciprodinil (anilinopirimidina) +

Syngenta Proteção de

fludioxonil (fenilpirrol)

Cultivos Ltda. – São Paulo

Azoxistrobina (estrobilurina) +

Helm do Brasil Mercantil

tebuconazol (triazol)

Ltda

tebuconazol (triazol) +

Bayer S.A. - São Paulo/ SP

trifloxistrobina (estrobilurina)
Orkestra SC

fluxapiroxade (carboxamida) +

Basf S.A. – São Paulo

piraclostrobina (estrobilurina)
Switch
Veldara

ciprodinil (anilinopirimidina) +

Syngenta Proteção de

fludioxonil (fenilpirrol)

Cultivos Ltda. – São Paulo

fluxapiroxade (carboxamida) +

Basf S.A. – São Paulo

piraclostrobina (estrobilurina)
Fonte: Agrofit – MAPA.
Uma estratégia de manejo é uniformizar e antecipar o florescimento com a irrigação,
além de manter a sanidade do pomar e a nutrição equilibrada das plantas também contribui para
reduzir os danos da doença (SILVA JR, 2016).
Realizar podas na parte baixeira da copa para facilitar a circulação do ar e poda de
limpeza para retirar do pomar todos os ramos secos e as "estrelinhas" que permanecem nos
ramos por muito tempo e queimá-los ou enterrá-los. Evitar as cortinas quebra-ventos muito
próximas ao pomar (AGROFIT, 2021).
2.7 Controle biológico no semiárido brasileiro
O semiárido brasileiro corresponde a 11,5% do território nacional e seu clima é
caracterizado por altas temperaturas e insolação, baixa umidade do ar, chuvas escassas e
elevadas taxas de evaporação. O bioma que predominante é a Caatinga, que engloba 70% do
nordeste brasileiro (CAVALCANTE et al., 2013; CORREIA et al., 2012). A região semiárida
do Brasil comporta diversos segmentos de sistema agrário, indo da agricultura familiar a
monocultivos extensos, sendo uma importante fonte produtora de alimentos, principalmente
devido implementação de áreas irrigadas (NASUTI et al., 2013; SILVA e SILVA, 2016).

17

Com a expansão visível desse setor, essa região também sofre os efeitos do emprego
intensivo de agrotóxicos, derivado do modelo químico-dependente predominante no Brasil
(LIMA et al., 2019). Estudos demonstram que a poluição ambiental tem sido proporcional à
intensidade da produção agrícola e do uso de agrotóxicos, e a expansão agrícola no Nordeste
do Brasil, centrado em monocultivos, tem gerado consequências negativas a nível de
contaminação

ambiental

e

humana

(ARAÚJO

e

OLIVEIRA,

2017;

LOPES

e

ALBUQUERQUE, 2018).
Apesar dos esforços em realizar maior implementação do uso de controles biológicos
na produção agrícola, objetivando uma agricultura mais sustentável e segura do ponto de vista
ambiental e alimentar, o investimento na área é desigual comparando aos defensivos químico,
os controles biológicos sendo viáveis, a produção comercial segue em ritmo lento (MAZZOLA
e FREILICH, 2017).
No geral, o Brasil precisa avançar nos estudos sobre controle biológico de doenças de
plantas. Porém, o semiárido vem apresentando potencial para o desenvolvimento de pesquisas
no setor. Nesse sentindo, estudos utilizando microrganismo com potencial para o controle de
doenças de plantas vêm sendo desenvolvidas na região semiárida com diversas culturas de
interesse, como por exemplo De Sá et al. (2019ab) que relataram que isolados de Bacillus spp.
e Trichoderma sp. apresentaram potencial antagônico contra Fusarium sp., agente patológico
de doenças em plantas de Vigna unguiculata (Feijão-caupi) no semiárido de Pernambuco. Nesta
mesma cultura (Feijão-caupi), estes autores citam que estes mesmos isolados foram eficientes
em inibir o crescimento micelial do fungo Sclerotium rolfsii, sendo que a espécie B. subtilis
apresentou maior inibição deste fungo, causador da podridão de esclerócio em V. unguiculata.
Também nesta região, Silva et al. (2014), obtiveram resultados positivos com relação
ao controle da podridão mole do pimentão causada pela Pectobacterium carotovorum,
utilizando a Bacillus pumilus e a levedura Rhodotorula glutinis, indicando que estas podem
atuar como possíveis alternativas no manejo pós-colheita dessa doença. Já Gava e Menezes
(2012), em estudo no Vale submédio do São Francisco, relataram que isolados de Trichoderma
spp. apresentaram controle significativo da ocorrência de tombamento e murcha de plantas de
meloeiro causados principalmente por Fusarium oxysporum.
As bactérias Bacillus subtilis e B. pumilus também atuaram no controle preventivo do
fungo fitopatogênico Podosphaera xanthii, o oídio do meloeiro (Cucumis melo L.), no
semiárido do Rio Grande do Norte (NOGUEIRA et al., 2011). A Bacillus subtilis também,
mostrou-se eficiente na redução da reprodução de fitonematoides (Radopholus similis,

18

Meloidogyne spp., Pratylenchus spp. e Helicotylenchus spp.) em raízes e rizoma de mudas
bananeira no estado de Alagoas (ARAÚJO et al., 2018).
Na região semiárida da Bahia, Barbosa et al. (2018), em estudos voltados para podridão
vermelha do sisal (Agave sisalana), causada por Aspergillus welwitschiae, relatam que bactérias
dos gêneros Brevibacterium sp., Bacillus sp., Paenibacillus sp. em conjunto e individualmente
apresentaram capacidade reduzir a podridão de 44 a 75%. Já Damasceno et al. (2019) cita que
o fungo Penicillium citrinum, isolado endófiticamente de plantas de sisal advindas do semiárido
baiano, inibiu de 65,8% a 90%, a depender do método de inoculação. Tais resultados
demonstram que esses isolados bacterianos e fúngicos possuem potencial para ser utilizado
como controle biológico contra essa doença no semiárido.
2.8 Microrganismos no biocontrole de doenças de plantas
Diante da atual busca da sociedade por alimentos orgânicos e sem resíduos químicos, é
cada vez mais necessária a reformulação da agricultura, visando a cultura da sustentabilidade,
para tal, é imprescindível a utilização de técnicas de cultivo e de controle de pragas e doenças
de forma ecológica. Portanto, as interações planta-microrganismos vem sendo objeto de
diversos estudos biotecnológicos, visando o desenvolvimento de uma agricultura sustentável e
a conservação ambienta (LANDERS e OLIVEIRA, 2018).
A inoculação de microrganismos no biocontrole de fitopatógenos e promoção de
crescimento vegetal é considerada uma alternativa ecológica ao uso de fertilizantes e defensivos
químicos, pois podem atuar em associação com a planta de forma biológica e benéfica (LOPES
et al., 2021; FONSECA e ARAÚJO, 2015; SYED e TOLLAMADUGU, 2019).
O controle biológico de doenças de plantas é definido como a “redução de inóculo ou
das atividades determinantes da doença, realizada por um ou mais organismos que não o
homem” (COOK e BAKER, 1983), ou também como a eliminação total ou parcial de patógenos
por organismos comumente presentes na natureza. Os principais microrganismos estudados no
biocontrole de doenças de plantas são os fungos e bactérias. Dentre os fungos, destacam-se os
dos gêneros Trichoderma, Gliocladium, Clonostachys, Penicillium e Pythium. Já entre as
bactérias estão espécies de Bacillus, Pseudomonas, Rhizobium, Streptomyces, Rhizobium,
Pasteuria e Enterobacter (SILVA e MELO, 2013.; MEDEIROS et al., 2018).
O biocontrole dificilmente elimina o patógeno completamente do local, mas atua
principalmente reduzindo a veemência do inóculo ou a incitação do patógeno em provocar a
doença e ocorre por meio interações antagônicas como competição, parasitismo, predação,
antibiose, indução a resistência e promoção de crescimento (SANTIAGO et al., 2019).

19

O parasitismo consiste em uma interação nutricional entre dois seres vivos, onde o
parasita se alimenta totalmente ou parcialmente às custas do hospedeiro. A competição referese à relação entre dois ou mais organismos, visando um objetivo (espaço, alimentação etc.). A
antibiose é a interação na qual um agente libera metabólitos de efeito nocivo sobre outro
organismo. A indução de resistência do hospedeiro deriva da ativação da resistência da planta
ao patógeno por meio de agentes externos, que podem ser bióticos ou abióticos. A promoção
de crescimento não atua diretamente sobre o microrganismo patogênico, e sim auxiliando a
planta a se recuperar mais rapidamente do ataque através da liberação de hormônios e aquisição
de nutrientes e água (MEDEIROS et al., 2018; POZZEBON, 2019).
Os modos de ação utilizados pelos microrganismos para favorecer o crescimento das
plantas podem ser classificados como diretos ou indiretos. De forma direta, eles aprimoram a
absorção e acúmulo de nutrientes essenciais, a fixação de nitrogênio, solubilização de fosfato,
secreção de sideróforos e produção de fitormônios. Já de forma indireta, atuam no biocontrole
de pragas e doenças e na promoção de resistência das plantas aos estresses bióticos e abióticos,
como metais pesados, deficiência hídrica e salinidade (REZENDE et al., 2021; SOUZA et al.,
2020).
Os mecanismos, como antibióticos, sideróforos, hormônios e enzimas, empregados
pelos microrganismos que atuam como agentes biológicos podem induzir a resistência em
plantas por agir como estimulantes do sistema imune, interferindo no funcionamento dos
principais sistemas de defesa vegetal, como a resistência sistêmica induzida (WILLE et al.,
2019; PINHO et al., 2020).
Os principais componentes requeridos em um biocontrolador de doenças de plantas é
ser geneticamente estável, efetivo em baixas concentrações, não ter exigências nutricionais, ser
hábil para sobreviver em condições adversas, apresentar eficiência contra vários patógenos em
diversos hospedeiros, se desenvolver em um meio de culturas acessível, ser de fácil preparo e
armazenamento, tolerante a pesticidas, compatível com controles físicos e químicos e não ser
patogênico ao homem (CARMONA-HERNANDEZ et al., 2019). Algumas dessas
caraterísticas necessárias também dificulta os desenvolvimentos de produtos deste segmento
(LOPES, 2009; MEDEIROS et al., 2018).

20

3 MATERIAL E MÉTODOS
A pesquisa experimental foi dividida em cinco etapas principais: (i) caracterização
morfológica dos microrganismos selecionados, (ii) seleção in vitro de isolados bacterianos com
potencial antagonista, (iii) avaliação da suscetibilidade a antibióticos, (iv) capacidade de
formação de biofilme e (v) produção de inóculo para aplicação em campo.
Para os ensaios, foram utilizados isolados bacterianos obtidos de regiões do estado de
Sergipe armazenados na coleção do Laboratório de Fitopatologia e Bioinsumos (LAFiBiO) da
Universidade Federal de Sergipe e isolados comerciais fornecidos pela empresa BioWorld®
Soluções Regenerativas (Tabela 2). Os isolados foram submetidos a testes de caracterização
morfológica, incluindo a observação do crescimento em meio sólido, da morfologia celular e
Teste de Gram. As bactérias foram testadas quanto à capacidade de inibição do crescimento
micelial das espécies de fungo: Colletotrichum fructicola e Colletotrichum siamense obtidas da
Coleção da Universidade Federal de Alagoas (COUFAL) em meio de cultura sólido, após foram
feitas avaliações de sensibilidade a antibióticos e formação de biofilme.
Tabela 2 – Códigos de identificação, espécies bacterianas e local de armazenamento.
Código
Espécie
Streptomyces avermitilis
BW001
Azospirillum brasilense
BW002
Bacillus thuringiensis
BW003
Bacillus subtilis
BW004
Bacillus amyloliquefaciens
BW005
Bacillus licheniformis
BW006
Bacillus aryabhattai
BW007
Bacillus pumilus
BW008
Bacillus velezensis
BW009
Bradyrhizobium japonicum
BW010
Bacillus paralicheniformis
LAFB009
Bacillus sp.
LAFB016
Bacillus siamensis
LAFB002
Paenibacillus mucilaginosos
LAFB001
Bacillus safensis subsp. safensis
LAFB015
Bacillus safensis
LAFB018
Fonte: Elaborado pela autora (2025).

Origem
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
BioWorld®
LAFiBiO
LAFiBiO
LAFiBiO
LAFiBiO
LAFiBiO
LAFiBiO

3.1 Caracterização morfológica dos isolados bacterianos
Os isolados bacterianos foram caracterizados quanto ao crescimento em meio sólido,
morfologia celular e coloração de Gram.

21

Para a avaliação do crescimento em meio sólido, as bactérias foram cultivadas em meio
Luria Bertani (LB), sendo incubadas a 28 °C por 48 horas em estufa BOD. Após o período de
incubação, foram observadas características macroscópicas das colônias, como formato,
coloração e textura.
A morfologia celular foi determinada por microscopia óptica a partir da coloração de
Gram. O procedimento envolveu a aplicação dos reagentes cristal violeta, solução de lugol,
álcool-etílico e safranina. Após a coloração, as lâminas foram observadas em microscópio
óptico com aumento de 1000× com óleo de imersão, sendo registradas a morfologia celular, o
arranjo das células e a resposta à coloração de Gram (positiva ou negativa).
3.2 Teste de antibiose in vitro
Os microrganismos isolados foram confrontados sendo submetidos a pareamento de
cultura com os fungos fitopatogênicos, para avaliar sua capacidade de inibição. Para o teste, foi
riscada a bactéria controladora em placa de Petri contendo meio LB em uma extremidade, em
seguida foi inoculado um disco de micélio do fungo na outra extremidade. O fitopatógeno sem
agente de biocontrole também foi inoculado para ser utilizado como controle. As placas do
ensaio foram incubadas a 28ºC em estufa BOD por sete dias e foram feitas observações sobre
a inibição de crescimento do patógeno. Após a incubação, o crescimento do microrganismo
alvo foi medido com auxílio de paquímetro e a porcentagem de inibição do patógeno definida
com base na seguinte fórmula: %Inibição = (C − T/C) × 100, onde C é o crescimento em
controle e T é o crescimento em tratamento.
O delineamento experimental adotado foi inteiramente casualizado, com 17 tratamentos
e 5 repetições onde cada espécie bacteriana em confronto com os fungos representou um
tratamento mais um controle, e cada placa de Petri compôs uma repetição. Os dados obtidos
foram submetidos à análise estatística no programa SISVAR versão 5.6 (FERREIRA, 2011),
utilizando o teste de Scott-Knott a um nível de significância de 5%.
3.3 Teste de sensibilidade a antibiótico
A suscetibilidade a antibiótico foi avaliada por meio de quatro discos pré-impregnados
com uma concentração padrão do antibiótico Cloranfenicol, estes foram depositados
uniformemente e levemente sobre a superfície do ágar Mueller-Hinton contendo 1 mL de
cultura bacteriana na concentração padrão (108 UFCmL-1). As placas foram incubadas por 24
horas e após foi observado o crescimento bacteriano em torno de cada disco. Quando sensível

22

a um antibiótico específico, uma área clara (sem crescimento) foi observada em torno de cada
disco aplicado.
As zonas de inibição ao redor dos discos de antibiótico foram medidas em mm e
comparadas com base nos pontos de corte estabelecidos pelo BrCAST (Comitê Brasileiro de
Teste de Sensibilidade aos Antimicrobianos) / EUCAST (European Committee on
Antimicrobial Susceptibility Testing) onde os isolados foram classificados como suscetíveis
(S) ou resistentes (R). O experimento foi composto por 16 tratamentos e 5 repetições onde cada
espécie bacteriana representou um tratamento, e cada placa de Petri compôs uma repetição.
3.4 Capacidade de formação de biofilme
A formação de biofilme foi avaliada em placa de cultura de células de 96 poços. Para
tal, as bactérias cresceram overnight em meio líquido LB, com agitação a 30 °C em shaker
orbital. Após, a suspensão bacteriana foi ajustada a concentração de 108 UFCmL−1 (densidade
óptica de 600 nm) e 100 μL da suspensão foi adicionada aos poços da microplaca e esta foi
selada e incubada a 30 °C por 24 h sem agitação. Posteriormente, foi observado a formação do
biofilme por leitura visual. O biofilme resultante foi centrifugado a 2250 rpm por 10 minutos e
o sobrenadante cuidadosamente removido e então foi adicionado 200 ul de etanol 95% por 15
minutos, para que o biofilme aderisse ao fundo dos poços. O etanol foi completamente
removido e o biofilme corado com 100 μL de solução de cristal violeta em concentração de
0,1% e mantido por 20 minutos em temperatura ambiente. O excesso da solução de cristal
violeta foi removido e os poços lavados três vezes com água destilada. Após, 100 μL de
dimetilsulfóxido (DMSO) foi adicionado a cada poço e a placa incubada em shaker orbital por
5 minutos a 150 rpm e 30 ºC, para solubilização do biofilme, então suas densidades ópticas
foram medidas a 562 nm, utilizando espectrofotômetro para medir os níveis de biofilme para
cada amostra.
A avaliação da capacidade de formação de biofilme pelos isolados bacterianos foi
realizada com base na leitura da densidade óptica (DO) a 570 nm, seguindo o critério
estabelecido por Stepanović et al. (2000). Inicialmente, a média e o desvio padrão das leituras
do controle negativo foram calculados para determinar o valor de ODc (densidade óptica de
corte) e classificar os isolados em quatro categorias: não produtores de biofilme, fraco produtor
de biofilme, moderado produtor de biofilme e forte produtor de biofilme.
3.5 Produção de inóculo para aplicação em campo

23

A produção do inóculo foi realizada a partir de isolados bacterianos previamente
selecionados com potencial para controle biológico. O cultivo das bactérias foi conduzido em
meio líquido LB, sob condições controladas. Inicialmente, os isolados foram reativados a partir
de estoques preservados em glicerol a 20%. Para isso, uma alçada do isolado foi inoculada em
meio sólido (LB) e incubada a 28 °C por 24 horas em estufa BOD.
Após o crescimento, uma colônia isolada foi transferida para frascos de vidro contendo
1000 mL de meio líquido estéril e incubada sob agitação a uma velocidade de 150 rpm a 28 °C
por 24 horas em incubadora shaker. O crescimento bacteriano foi monitorado por absorbância
a 600 nm em espectrofotômetro, sendo ajustado para uma densidade óptica (DO) de 0,5,
correspondente a aproximadamente 10⁸ UFC/mL. O inóculo preparado foi mantido sob
refrigeração a 4 °C até o momento da aplicação em campo, respeitando um intervalo entre a
preparação e a aplicação para garantir a viabilidade das células.

24

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Caracterização morfológica dos isolados bacterianos
A maioria dos isolados pertencentes ao gênero Bacillus apresentou colônias opacas e
rugosas em meio sólido, com células em forma de bacilos e capacidade de esporulação, sendo
todos Gram-positivos. O gênero Streptomyces caracterizou-se pelo crescimento filamentoso,
com colônias de aspecto seco e pulverulento, enquanto Azospirillum brasilense e
Bradyrhizobium japonicum apresentaram colônias lisas e mucoides, sendo ambos Gramnegativos.
A caracterização morfológica dos isolados revelou padrões típicos dentro de cada
gênero. Os isolados do gênero Bacillus, incluindo B. subtilis, B. thuringiensis, B.
amyloliquefaciens e outros, apresentaram colônias opacas e rugosas, característica comum a
esse grupo devido à produção de esporos e compostos extracelulares, como biossurfactantes e
enzimas hidrolíticas (CHEN et al., 2020). Esses resultados estão de acordo com estudos
anteriores, que descrevem a morfologia das colônias de Bacillus como sendo altamente variável
dependendo das condições de crescimento, mas geralmente opacas e de coloração creme a
amarelada (PÉREZ-GARCÍA et al., 2011).
A presença de esporos nos isolados de Bacillus e Paenibacillus é um indicativo de sua
capacidade de sobrevivência em ambientes adversos, como solos e superfícies vegetais, fator
relevante para sua aplicação como bioinsumos no controle biológico (HOLT et al., 2018). Além
disso, a coloração de Gram confirmou a predominância de bactérias Gram-positivas nesse
grupo, o que corrobora a literatura, que aponta a espessa camada de peptidoglicano na parede
celular como responsável por essa coloração (MADIGAN et al., 2019).
Por outro lado, Azospirillum brasilense e Bradyrhizobium japonicum apresentaram
colônias lisas e mucoides, sendo ambos Gram-negativos. Essa característica está associada à
produção de exopolissacarídeos, essenciais para a formação de biofilmes e interação com
plantas hospedeiras, o que é coerente com seu papel na fixação biológica de nitrogênio
(ROSENBERG et al., 2014). Estudos prévios demonstram que a estrutura da parede celular das
bactérias Gram-negativas confere maior resistência a certos estresses ambientais, mas também
pode influenciar na sua capacidade de colonização radicular (SOUZA et al., 2021).
Já Streptomyces avermitilis diferenciou-se dos demais isolados pelo crescimento
filamentoso, com colônias de aspecto seco e pulverulento. Esse padrão é característico do
gênero Streptomyces, que forma hifas e esporos aéreos, sendo amplamente reconhecido pela
produção de metabólitos bioativos com potencial antimicrobiano (BALTZ, 2017). A presença
dessa estrutura filamentosa pode contribuir para sua persistência no solo e sua capacidade de

25

competição com outros microrganismos, favorecendo seu uso como bioinsumo no controle de
patógenos (BARKA et al., 2016).
Os resultados obtidos reforçam a importância da caracterização morfológica na seleção
de isolados para controle biológico, contribuindo diretamente para o controle de qualidade dos
bioprodutos. A identificação de padrões morfológicos e da coloração de Gram permite a triagem
eficiente dos microrganismos, garantindo que apenas isolados com características desejáveis
sejam utilizados nas formulações. Essa padronização é essencial para assegurar a estabilidade
e a eficácia do produto, além de possibilitar a escolha de métodos de aplicação mais adequados
ao ambiente alvo.
Além disso, a bioprospecção de cepas nativas, como as isoladas no presente estudo,
apresenta uma vantagem estratégica, pois esses microrganismos já estão adaptados às condições
ambientais locais, aumentando sua competitividade contra os fitopatógenos e melhorando sua
eficiência no campo. Estudos indicam que microrganismos provenientes da mesma região onde
a doença ocorre possuem maior taxa de estabelecimento e persistência, além de menor impacto
na microbiota local (SOUZA et al., 2019). Dessa forma, o uso de isolados regionais pode ser
uma alternativa promissora para otimizar a eficácia do controle biológico, reduzindo a
dependência de produtos comerciais importados ou de formulações que não consideram a
adaptação ao ambiente alvo.
Além disso, a caracterização morfológica auxilia na definição das condições ideais para
armazenamento e viabilidade dos microrganismos, evitando variações na sua performance ao
longo do tempo. O controle de qualidade de produtos biológicos deve considerar não apenas a
identificação precisa dos isolados, mas também sua adaptação às condições ambientais e seu
desempenho em campo.
Dessa forma, os resultados obtidos reforçam a necessidade de integrar análises
complementares, como testes moleculares e bioquímicos, para validar a identidade e
funcionalidade dos isolados. Essas abordagens contribuirão para o desenvolvimento de
bioprodutos mais eficazes e seguros, garantindo um controle biológico consistente e
sustentável.
4.2 Teste de antibiose in vitro
A avaliação do potencial de antibiose dos isolados bacterianos contra as duas espécies
de Colletotrichum (C. fructicola e C. siamense) revelou diferenças significativas na
porcentagem de inibição do crescimento micelial (p < 0,05), conforme determinado pela análise
de variância (ANOVA). A interação entre os tratamentos (isolados bacterianos) e os fungos foi

26

significativa (p < 0,05), indicando que o efeito dos tratamentos variou entre as espécies do
patógeno.
Os resultados do teste de Scott-Knott mostraram que determinados isolados bacterianos
apresentaram maior eficiência no controle dos fungos testados. Para C. fructicola o tratamento
11 apresentou o maior desempenho, sendo estatisticamente superior a todos os demais, com
média de inibição de 94,3%. Já o tratamento 8 teve o pior desempenho (7,5%), diferindo
significativamente dos outros grupos. Os demais tratamentos foram agrupados em níveis
intermediários, com médias entre 36,3 e 77,7%.
No caso do C. siamense, os tratamentos 4, 6, 16, 3 e 5 apresentaram melhor desempenho
com destaque para o tratamento 5 que mostrou a maior média (79,5%), mas não diferiu
estatisticamente dos outros do grupo. O tratamento 8 também apresentou a pior média (7,8%)
diferindo estatisticamente dos demais tratamentos. Outros tratamentos com médias que
variaram entre 40,5 e 76% foram agrupados em níveis intermediários.
Os dados evidenciam que certos isolados bacterianos possuem potencial promissor para
o controle biológico de Colletotrichum spp., destacando-se como candidatos para futuras
aplicações no manejo sustentável de doenças em citros. As tabelas 3 e 4 listam a diferença na
porcentagem de inibição entre os tratamentos para cada espécie fúngica testada.
Tabela 3 – Porcentagens médias de inibição do crescimento micelial da espécie Colletotrichum
fructicola em resposta aos diferentes tratamentos com isolados bacterianos.
% de inibição
Tratamento

Isolado

C. fructicola

8

BW007

7,5a1*

13

LAFB016

36,3a2

1

CT00
BW001
BW005
BW003
LAFB001
LAFB015
LAFB018
BW009
BW002
LAFB002
LAFB009
BW006
BW008

46,1a2

2
6
4
15
16
17
10
3
14
12
7
9

56,7a3
57,6a3
61,2a3
66,1a3
67,7a3
68,8a3
69,4a3
69,7a3
73,4a4
73,4a4
74,5a4
75,8a4

27

5
11

BW004
BW010

77,2a4
94,3a5

*Médias seguidas de letras e números iguais não diferem entre si ao nível de 5% de significância.

Fonte: Elaborado pela autora (2025).
Tabela 4 – Porcentagens médias de inibição do crescimento micelial da espécie Colletotrichum
siamense em resposta aos diferentes tratamentos com isolados bacterianos.
% de inibição
Tratamento

Isolado

C. siamense

8

BW007

7,8a1*

2

BW001

40,5a2

1

CT00
LAFB016
LAFB001
BW010
LAFB018
BW009
BW006
LAFB002
BW008
LAFB009
BW003
BW005
LAFB015
BW002
BW004

45,8a2

13
15
11
17
10
7
14
9
12
4
6
16
3
5

48,6a2
49,5a2
49,7a2
50,7a2
51,4a2
57,5a3
58,3a3
60,8a3
61,1a3
65,7a4
70,4a4
70,4a4
76,0a4
79,5a4

*Médias seguidas de letras e números iguais não diferem entre si ao nível de 5% de significância.

Fonte: Elaborado pela autora (2025).
Os resultados obtidos são consistentes com estudos anteriores que demonstram o
potencial de isolados bacterianos no controle de Colletotrichum spp. A literatura reporta que
espécies de Bacillus e Pseudomonas são capazes de produzir metabólitos antifúngicos, como
surfactina, iturina e fengicina, que podem atuar na inibição do crescimento fúngico (SANTOS
et al., 2020; LIU et al., 2019). A alta eficiência do isolado BW010 contra C. fructicola pode
estar relacionada à produção desses compostos e à capacidade de colonização do meio,
reduzindo a disponibilidade de espaço e nutrientes para o patógeno (OLIVEIRA et al., 2021).
A diferença de resposta entre as espécies de Colletotrichum sugere que variações
genéticas e fisiológicas influenciam a suscetibilidade dos fungos aos antagonistas. Por exemplo,

28

C. fructicola apresentou maior sensibilidade aos isolados LAFB002, LAFB009, BW006,
BW008 e BW004, possivelmente devido a uma menor resistência a compostos antifúngicos ou
diferenças na estrutura da parede celular (SOUZA et al., 2018). Já C. siamense mostrou um
padrão de resposta diferente, destacando os isolados BW003, BW005, LAFB015, BW002 e
BW004 como os mais eficazes, o que pode estar relacionado a interações específicas entre os
antagonistas e o patógeno (FERREIRA et al., 2022).
A partir desses achados, os isolados com maior potencial podem ser testados em
condições de casa de vegetação e campo, a fim de avaliar sua viabilidade para formulações
comerciais e aplicação no manejo biológico de Colletotrichum spp. em citros.
4.3 Teste de sensibilidade a antibiótico
A interpretação dos resultados foi feita com base nos pontos de corte estabelecidos pelo
BrCAST/EUCAST para bactérias, onde isolados com halos de inibição ≥ 28 mm foram
considerados sensíveis e aqueles com halos < 28 mm foram classificados como resistentes.
Os valores médios dos diâmetros dos halos de inibição variaram entre 20,21 mm e 32,7
mm, conforme apresentado na Tabela 5. Dos 16 isolados testados, oito apresentaram halos
superiores ao ponto de corte estabelecido, sendo classificados como suscetíveis e oito
apresentaram halos inferiores ao ponto de corte, sendo classificados como resistentes.
Tabela 5 – Valores médios dos diâmetros dos halos de inibição e classificação dos isolados
bacterianos testados com o antibiótico Cloranfenicol.
Tratamento
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16

Média do halo (mm)
20,1
20,7
21,4
22,6
23,2
23,9
25,4
26,8
28
28,3
28,7
29
30,2
31,3
31,4
32,7

Classificação
R
R
R
R
R
R
R
R
S
S
S
S
S
S
S
S

29

Fonte: Elaborado pela autora (2025).
Os resultados indicam que a maioria dos isolados testados apresentou suscetibilidade ao
cloranfenicol, conforme os critérios estabelecidos. A predominância de isolados suscetíveis
sugere que este antibiótico pode ser uma alternativa eficaz para o controle dessas bactérias. No
entanto, a presença de isolados classificados como resistentes alerta para a necessidade de
monitoramento contínuo e a realização de testes complementares.
O cloranfenicol é um antibiótico de amplo espectro que atua na inibição da síntese
proteica bacteriana por meio da ligação à subunidade 50S do ribossomo. Embora seja eficaz
contra diversas espécies bacterianas, seu uso tem sido reduzido devido aos riscos de efeitos
adversos (GARCÍA et al., 2020). No contexto agropecuário, o cloranfenicol ainda pode ser
encontrado como resíduo em alimentos de origem animal, especialmente quando há uso
irregular em produções agrícolas e pecuárias (SMITH et al., 2021). Assim, a identificação de
isolados resistentes pode indicar pressão seletiva associada à contaminação ambiental ou ao uso
indiscriminado de antimicrobianos.
No caso dos bioinsumos, a detecção de microrganismos resistentes ao cloranfenicol
pode sinalizar possíveis contaminações durante a produção ou manipulação desses produtos,
comprometendo sua qualidade e segurança. Dessa forma, a avaliação da resistência a
antibióticos pode ser incorporada como um critério essencial no controle de qualidade,
prevenindo a introdução de microrganismos indesejáveis e garantindo a eficiência dos
bioinsumos na agricultura.
Pesquisas anteriores demonstraram que diferentes espécies de Bacillus spp. apresentam
variabilidade na resistência ao cloranfenicol. Em estudos com Bacillus cereus, por exemplo,
foram encontrados isolados resistentes ao cloranfenicol devido à presença de genes cat
(cloranfenicol acetiltransferase), que inativam o antibiótico (ZHANG et al., 2019).
Investigações recentes apontam que isolados ambientais podem apresentar resistência natural a
diversos antibióticos, incluindo tetraciclinas e beta-lactâmicos (PÉREZ et al., 2022).
Os valores de halo de inibição observados no presente estudo demonstram uma
distribuição heterogênea. Essa variação pode estar relacionada a diferentes fatores intrínsecos
dos isolados, como mecanismos de resistência adquiridos ou variações genéticas na população
bacteriana analisada. Além disso, a presença de isolados classificados como resistentes reforça
a necessidade de estudos futuros para identificar os possíveis mecanismos envolvidos na
resistência ao cloranfenicol.

30

Embora a metade dos isolados seja suscetível ao cloranfenicol, a presença de isolados
resistentes sugere a necessidade de monitoramento contínuo, de estratégias para evitar a
disseminação de resistência e compreender os mecanismos genéticos envolvidos e as possíveis
implicações ambientais.
4.4 Capacidade de formação de biofilme
Para garantir uma avaliação mais precisa, a classificação foi realizada com base na
média da densidade óptica de cada isolado, considerando as repetições experimentais. Os
resultados indicaram que 100% dos isolados foram classificados como fortes produtores de
biofilme.
Dentre os isolados analisados, destacaram-se Bacillus amylolichefaciens, Streptomyces
avermitilis, Bacillus velezensis, Azospirilum brasilense como os mais eficientes na formação
de biofilme, evidenciando um alto potencial para adesão e colonização de superfícies. Esses
resultados são fundamentais para a compreensão do comportamento das cepas bacterianas
estudadas, auxiliando na definição de estratégias de controle ou aplicação biotecnológica.
A formação de biofilme por bactérias é um fator determinante para sua sobrevivência
em diferentes ambientes, conferindo resistência a estresses físicos e químicos, incluindo a ação
de antimicrobianos. Neste estudo, a capacidade de formação de biofilme dos isolados foi
avaliada utilizando a metodologia de Stepanović et al. (2000), com a classificação baseada nos
valores de densidade óptica obtidos nas leituras espectrofotométricas.
O gráfico ilustrativo (Figura 2) destaca os isolados classificados como fortes produtores
de biofilme, permitindo uma melhor visualização da capacidade de cada tratamento em formar
biofilme. Como esperado, o controle negativo apresentou baixa densidade óptica, confirmando
a adequação dos parâmetros experimentais utilizados para a determinação do ODc.
Figura 2 – Isolados bacterianos classificados de acordo com a formação de biofilme.

31

(AB= Azospirillum brasilense, BA= Bacillus aryabhattai, BAM= Bacillus amyloliquefaciens, BL= Bacillus
licheniformis, BP= Bacillus pumilus, BPL= Bacillus paralicheniformis, BR= Bradyrhizobium japonicum, BS=
Bacillus subtilis, BSF= Bacillus safensis, BSIA= Bacillus siamensis, BSP= Bacillus sp., BSSS= Bacillus safensis
subsp. safensis, BT= Bacillus thuringiensis, BV= Bacillus velezensis, PM= Paenibacillus mucilaginosus, SA=
Streptomyces avermitilis, CN= Controle negativo).

Fonte: Elaborado pela autora (2025).
Estudos anteriores apontam que bactérias com alta capacidade de formação de biofilme
apresentam vantagens adaptativas, como maior resistência a antimicrobianos e maior
persistência em superfícies inertes (SILVA et al., 2023; SOUZA & ALMEIDA, 2021). Dessa
forma, os isolados identificados como fortes produtores de biofilme podem representar desafios
adicionais em contextos em que o controle microbiológico é essencial na agricultura.
Os resultados obtidos corroboram as investigações semelhantes conduzidas por Santos
et al. (2022) e Pereira et al. (2020), nos quais bactérias pertencentes a Escherichia,
Pseudomonas e Staphylococcus apresentaram comportamento semelhante no que diz respeito
à capacidade de aderência e formação de biofilme.
Portanto, a identificação de isolados bacterianos com forte capacidade de formação de
biofilme reforça a importância de estratégias eficazes para controle e monitoramento dessas
populações em ambientes suscetíveis à contaminação microbiana (MENDES et al., 2019).
4.5 Produção de inóculo para aplicação em campo
A produção do inóculo foi realizada seguindo as condições estabelecidas para o
crescimento dos isolados bacterianos. O cultivo em meio de cultura líquido resultou em uma
suspensão com densidade óptica ajustada a 108 UFC/mL, garantindo a viabilidade celular para

32

aplicação. No entanto, a etapa de aplicação em campo não pôde ser conduzida devido as
condições climáticas desfavoráveis e limitações logísticas, o que impediu a avaliação da
eficácia dos isolados em condições naturais.
A ausência dessa etapa limita a análise do desempenho dos microrganismos no ambiente
alvo, uma vez que fatores como competição microbiana, condições edafoclimáticas e
estabilidade do inóculo poderiam influenciar seus efeitos (SOLUSOLO, 2023). Estudos
anteriores destacam que a formulação e o método de aplicação são determinantes para o sucesso
dos bioinsumos no campo, sendo necessário validar sua eficácia além das condições controladas
de laboratório (BARROS et al., 2023).
Diante disso, recomenda-se que ensaios futuros contemplem estratégias para garantir a
viabilidade da aplicação, como testes em ambiente protegido antes da experimentação em
campo ou ajustes na logística de produção e armazenamento do inóculo. Além disso, a
caracterização da estabilidade do inóculo ao longo do tempo pode fornecer informações
valiosas para a definição do melhor período para sua utilização (HUNGRIA et al., 2022).

33

5 CONCLUSÃO
O estudo demonstrou que isolados bacterianos provenientes de regiões do estado de
Sergipe possuem potencial para o controle biológico de Colletotrichum spp., agente causal da
podridão floral dos citros. Os testes in vitro indicaram que os isolados Streptomyces avermitillis
e Azospirilum brasilense, apresentaram elevada inibição do crescimento micelial dos
patógenos, destacando-se como candidatos promissores para biocontrole. A utilização de cepas
nativas, oriundas da mesma região onde a doença ocorre, pode favorecer sua adaptação e
competitividade no ambiente, aumentando a eficácia do controle biológico. Além disso, a
capacidade de formação de biofilme pode favorecer a sobrevivência e eficácia desses
microrganismos no ambiente. Apesar da impossibilidade de testes em campo, os resultados
obtidos reforçam a viabilidade do uso dessas bactérias para o manejo sustentável da doença,
indicando a necessidade de estudos adicionais para validação em condições naturais.

34

REFERÊNCIAS
ASSOCIAÇÃO NACIONAL DOS EXPORTADORES DE SUCOS CÍTRICOS
(CitrusBR). Comunicado ao mercado: Estoques auditados em 30 de junho de 2024. São
Paulo, 2024. Disponível em: https://citrusbr.com/noticias/comunicado-ao-mercado-estoquesauditados-em-30-de-junho-de-2024/. Acesso em: 3 mar. 2025.
AGRIOS, G. N. Plant pathology. Burlington, MA: Elsevier Academic, 2005. 922 p.
ARAÚJO, I. M. M. A.; OLIVEIRA, A. G. R. C. Agronegócio e agrotóxicos: impactos à
saúde dos trabalhadores agrícolas no Nordeste brasileiro. Trabalho, Educação e Saúde, v. 15,
n. 1, p. 117-129, 2017.
ARAÚJO, J. J. S.; MUNIZ, M. F. S.; FILHO, G. M.; ROCHA, F. S.; CASTRO, J. M. C.
Bacillus subtilis no tratamento de mudas de bananeira infectadas por fitonematoides. Revista
Ceres, v. 65, n. 1, p. 99-103, 2018.
AZEVEDO, J. L.; MACCHERONI JÚNIOR, W.; ARAÚJO, W. L. Importância dos
microrganismos endofíticos na agricultura. In: LUZ, W. C. et al. (Org.). RAPP: revisão anual
de patologia de plantas. v. 11, p. 333-371, 2003.
BALTZ, R. H. Streptomyces and the discovery of novel antibiotics. Journal of Industrial
Microbiology & Biotechnology, v. 44, n. 4-5, p. 563-581, 2017.
BARKA, E. A. et al. Streptomyces as potential biocontrol agents against plant pathogens.
Environmental Microbiology Reports, v. 8, n. 2, p. 193-204, 2016.
BARBOSA, L. O.; LIMA, J. S.; MAGALHÃES, V. C.; GAVA, C. A. T.; SOARES, A. C.
F.; MARBACH, P. A. S.; SOUZA, J. T. Compatibility and combination of selected
bacterial antagonists in the biocontrol of sisal bole rot disease. BioControl, v. 63, n. 4, p. 595605, 2018.
BARROS, C. M.; SILVA, A. L.; SOUZA, P. R. Avanços na produção e formulação de
inoculantes microbianos. Química Nova, v. 46, n. 3, p. 420-435, 2023. Disponível em:
https://www.scielo.br/j/qn/a/y3NDqQZ3NRgXyStGvqfLKHS. Acesso em: 23 fev. 2025.
BEBENDO, I. P.; AMORIM, L.; MATTOS JR, D. Ambiente e doença. In: AMORIM, L.;
RESENDE, J. A. M.; BERGAMIN FILHO, A. (Org.). Manual de fitopatologia. v. 1.
Piracicaba: Agronômica Ceres, 5. ed., p. 27-43, 2018.
BEHLAU, F.; ESPINOSA, J.; RAETANO, C. G. Manejo da podridão floral dos citros
(Colletotrichum acutatum). Summa Phytopathologica, v. 47, n. 1, p. 1-10, 2021.

35

CANALE, M. C.; BRUGNARA, E. C.; SABIÃO, R. R. Ocorrência da podridão floral dos
citros em diferentes cultivares de Citrus spp. FRUSUL - Simpósio de Fruticultura da Região
Sul, v. 3, n. 1, 2022. ISSN 2526-9909.
CANALE, M. C.; SILVA, J. B.; BEHLAU, F. Epidemiologia e controle de Colletotrichum
acutatum em citros. Tropical Plant Pathology, v. 47, n. 3, p. 321-330, 2022.
CARMONA-HERNANDEZ, S.; REYES-PÉREZ, J. J.; CHIQUITO-CONTRERAS, R.
G.; RINCON-ENRIQUEZ, G.; CERDAN-CABRERA, C. R.; HERNANDEZ-MONTIE,
L. G. Biocontrol of postharvest fruit fungal diseases by bacterial antagonists: a review.
Agronomy, v. 9, n. 121, p. 1-15, 2019.
CAVALCANTE, A.; TELES, M.; MACHADO, M. Cactos do semiárido do Brasil: guia
ilustrado. Campina Grande: INSA, 2013. 54 p.
CHEN, X. H. et al. Biosurfactants from Bacillus species: a review of their properties,
applications and modes of action. Biotechnology Advances, v. 38, p. 107394, 2020.
COOK, R. J.; BAKER, K. F. The nature and practice of biological control of plant
pathogens. St. Paul: APS, 1983.
CORREIA, D.; SILVA, I. C.; NASCIMENTO, E. H. S.; MORAIS, J. P. Produção de
mudas de mandacaru. Fortaleza: Embrapa Agroindústria Tropical, 2012. 6 p. (Comunicado
Técnico, 39).
DAMASCENO, C. L.; DE SÁ, J. O.; SILVA, R. M.; CARMO, C. O.; HADDAD, L. A.
M.; SOARES, A. C. F.; DUARTE, E. A. D. Penicillium citrinum as a potential biocontrol
agent for sisal bole rot disease. Journal of Agricultural Science, v. 11, n. 10, p. 206-216,
2019.
DE SÁ, M. N. F.; LIMA, J. S.; JESUS, F. N.; PEREZ, J. O.; GAVA, C. A. T. Efeito de
Bacillus sp. e Trichoderma sp. no crescimento micelial de Sclerotium rolfsii. Acta
Brasiliensis, v. 3, n. 2, p. 79-81, 2019b.
DE SÁ, M. N. F.; LIMA, J. S.; JESUS, F. N.; PEREZ, J. O.; GAVA, C. A. T. Seleção in
vitro de agentes de biocontrole visando o controle de Fusarium sp. Acta Brasiliensis, v. 3, n.
1, p. 14-16, 2019a.
FERREIRA, L. G. et al. Biocontrole de Colletotrichum siamense por bactérias do gênero
Bacillus. Journal of Applied Microbiology, v. 134, n. 6, p. 1675-1689, 2022. DOI:
https://doi.org/10.1111/jam.15678.
FONSECA, E. M. S.; ARAÚJO, R. C. Fitossanidade: princípios básicos e métodos de
controle de doenças e pragas. 1. ed. São Paulo: Saraiva Educação S.A., 2015. 249 p.

36

FONSECA, R. C.; ARAÚJO, J. P. Controle biológico no manejo integrado de doenças.
Revista Brasileira de Fitopatologia, v. 45, p. 120-130, 2020.
FAESP. Citricultura Paulista em recuperação. São Paulo, 2023. Disponível em:
https://faespsenar.com.br/citricultura-paulista-em-recuperacao. Acesso em: 5 fev. 2025.
GAVA, C. A. T.; MENEZES, M. E. L. Eficiência de isolados de Trichoderma spp. no
controle de patógenos de solo em meloeiro amarelo. Revista Ciência Agronômica, v. 43, n. 4,
p. 633-640, 2012.
HOLT, J. G.; KRIEG, N. R.; SNEATH, P. H. A.; STALEY, J. T.; WILLIAMS, S. T.
Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology. 9. ed. Baltimore: Williams & Wilkins, 2018.
HUNGRIA, M.; NOGUEIRA, M. A.; ARAÚJO, R. S. Manual de análises de bioinsumos
para uso agrícola. Londrina: Embrapa Soja, 2022. Disponível em:
https://www.alice.cnptia.embrapa.br/alice/bitstream/doc/1163171/1/Livro-AnalisesBioinsumos-completo-final.pdf. Acesso em: 22 fev. 2025.
LANDERS, J. N.; OLIVEIRA, H. N. Controle biológico: o próximo pulo do gato. Revista
Plantio Direto & Tecnologia Agrícola, v. 28, n. 162, p. 2-4, 2018.
LANDERS, A. J.; OLIVEIRA, R. S. Controle biológico de doenças na agricultura
brasileira: desafios e perspectivas. Agricultura Sustentável, v. 35, n. 4, p. 98-110, 2021.
LIMA, L. G.; MIRANDA, A. R.; LIMA, E. F. S.; SANTOS, J. R. S.; NASCIMENTO, J.
A. Agrotóxicos no Semiárido de Alagoas: agricultura químico-dependente e suas
contradições. Diversitas Journal, v. 4, n. 3, p. 829-847, 2019.
LOPES, C. V. A.; ALBUQUERQUE, G. S. C. Agrotóxicos e seus impactos na saúde
humana e ambiental: uma revisão sistemática. Saúde em Debate, v. 42, n. 117, p. 518-534,
2018.
LOPES, M. J. S.; DIAS-FILHO, M. B.; GURGEL, E. S. C. Successful plant growthpromoting microbes: inoculation methods and abiotic factors. Frontiers in Sustainable Food
Systems, v. 5, n. 606454, p. 1-13, 2021.
LOPES, R. B. A indústria no controle biológico: produção e comercialização de
microrganismos no Brasil. In: BETTIOL, W.; MORANDI, M. A. B. (Org.). Biocontrole de
doenças de plantas: uso e perspectivas. Jaguariúna: Embrapa Meio Ambiente, v. 1, 1. ed., p.
15-28, 2009.

37

MADIGAN, M. T.; MARTINKO, J. M.; BENDER, K. S. Brock biology of
microorganisms. 15. ed. New York: Pearson, 2019.
MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO (MAPA).
Brasil deve ser destaque mundial no uso de bioinsumos nos próximos anos. MAPA, 2021.
Disponível em: https://www.gov.br/agricultura/pt-br/assuntos/noticias/brasil-deve-serdestaque-mundial-no-uso-de-bioinsumos-nos-proximos-anos. Acesso em: 30 out. 2023.
MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO (MAPA).
Mercado de biodefensivos cresce mais de 70% no Brasil em um ano. MAPA, 2020.
Disponível em: https://www.gov.br/agricultura/pt-br/assuntos/noticias/feffmercado-debiodefensivos-cresce-em-mais-de-50-no-brasil. Acesso em: 26 out. 2023.
MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO (MAPA).
Registros de defensivos agrícolas de baixo impacto no Brasil. 2021. Disponível em:
https://www.gov.br/agricultura/pt-br. Acesso em: 22 jun. 2024.
MAZZOLA, M.; FREILICH, S. Prospects for biological soilborne disease control:
application of indigenous versus synthetic microbiomes. Phytopathology, v. 107, n. 3, p. 256263, 2017.
MEDEIROS, F. H. V.; SILVA, J. C. P.; PASCHOLATI, S. F. Controle biológico de
doenças de plantas. In: AMORIM, L.; RESENDE, J. A. M.; BERGAMIN FILHO, A.
(Org.). Manual de fitopatologia. Piracicaba: Agronômica Ceres, v. 1, 5. ed., p. 261-272, 2018.
MENDES, R. T.; SILVA, L. G.; COSTA, P. A. Biofilme e células persisters: da
persistência à resistência microbiana. Revista Brasileira de Análises Clínicas, v. 51, n. 3, p.
78-85, 2019. Disponível em: https://www.rbac.org.br/artigos/biofilme-e-celulas-persisters-dapersistencia-a-resistencia-microbiana. Acesso em: 28 jan. 2025.
MORANDI, M. A. B.; BETTIOL, W. Controle biológico de doenças: avanços e desafios.
Fitopatologia Brasileira, v. 45, p. 75-85, 2020.
NASUTI, S.; EIRÓ, F.; LINDOSO, D. Os desafios da agricultura no Semiárido brasileiro.
Sustentabilidade em Debate, v. 4, n. 2, p. 276-298, 2013.
NOGUEIRA, D. R. S.; ALBUQUERQUE, L. B.; ARAÚJO, J. A. M.; VALE, E. V. G.;
SALES JÚNIOR, R. Eficiência de Bacillus subtilis e B. pumilus no controle de Podosphaera
xanthii em meloeiro. Revista Verde, v. 6, n. 3, p. 125-130, 2011.
PÉREZ-GARCÍA, A.; ROMBOUTS, F. M.; WISSELINK, H. W. Morphological
characteristics of Bacillus colonies under different environmental conditions. Microbial
Ecology, v. 62, n. 3, p. 585-597, 2011.

38

PINHO, R. S. C.; POZZEBON, B. C.; RODRIGUES, K. R. R.; ARNS, R. B.; ALVES, C.
A.; BERGMANN, M. B. Rizobactérias no controle de Sclerotinia sclerotiorum e efeitos no
desenvolvimento vegetativo de plântulas de soja. Colloquium Agrariae, v. 16, n. 4, p. 110120, 2020.
POZZEBON, B. C. Fitopatologia geral. Londrina: Educacional S.A., 2019. 200 p.
PEREIRA, A. C.; LIMA, T. R.; FERREIRA, J. P. Formação de biofilmes bacterianos e
sua importância na resistência a antimicrobianos. Microbiologia Aplicada, v. 45, n. 2, p. 150167, 2020. Disponível em: https://microbiologia.icb.usp.br/cultura-e-extensao/textos-dedivulgacao/bacteriologia/bacteriologia-oral/biofilmes-bacterianos-vivendo-em-comunidade.
Acesso em: 28 jan. 2025.
REZENDE, C. C.; SILVA, M. A.; FRASCA, L. L. C.; FARIA, D. R.; FILIPPI, M. C. C.;
LANNA, A. C.; NASCENTE, A. S. Microrganismos multifuncionais: utilização na
agricultura. Research, Society and Development, v. 10, n. 2, p. 1-15, 2021.
RESENDE, J. A. M.; MASSOLA JR, N. S.; BEDENDO, I. P. Conceito de doença,
sintomatologia e diagnose. In: AMORIM, L.; RESENDE, J. A. M.; BERGAMIN FILHO,
A. (Org.). Manual de fitopatologia. Piracicaba: Agronômica Ceres, v. 1, 5. ed., p. 27-43,
2018.
ROSENBERG, E.; DELONG, E. F.; LORY, S.; STACKEBRANDT, E.; THOMPSON,
F. The Prokaryotes: Alphaproteobacteria and Betaproteobacteria. 4. ed. Berlin: Springer,
2014.
SANTIAGO, M. F.; SANTOS, A. M. G.; ANDRADE, D. E. G. T.; ASSIS, T. C.;
LARANJEIRA, D. Manejo integrado da fusariose da palma forrageira em Pernambuco.
Anais da Academia Pernambucana de Ciência Agronômica, v. 16, n. 2, p. 51-64, 2019.
SANTOS, A. C. et al. Produção de metabólitos antifúngicos por Bacillus spp. Revista Ciência
Agrícola, v. 15, n. 2, p. 45-58, 2020. Disponível em:
https://periodicoseletronicos.ufma.br/index.php/ccaatropica/article/download/145/96/362.
Acesso em: 2 fev. 2025.
SANTOS, D. F.; RIBEIRO, M. J.; OLIVEIRA, B. C. Formação de biofilme e resistência a
antimicrobianos de isolados de Escherichia coli de origem suína. Cadernos de Agrociências e
Biotecnologia, v. 39, n. 1, p. 45-60, 2022. Disponível em:
https://www.scielo.br/j/cab/a/4YFpJ7jDmzdhjxZzKHjyd4D. Acesso em: 25 fev. 2025.
SECRETARIA DE ESTADO DA AGRICULTURA, DESENVOLVIMENTO
AGRÁRIO E DA PESCA (SEAGRI). Governo do Estado prevê crescimento de cerca de
15% na safra de laranja em Sergipe em 2024. 2024. Disponível em:
https://www.se.gov.br/noticias/agricultura. Acesso em: 4 mar. 2025.

39

SILVA, A. F.; SILVA, M. C. B. C. Agricultura no nordeste semiárido e os resíduos
orgânicos aproveitáveis. Revista Equador (UFPI), v. 5, n. 2, p. 102-119, 2016.
SILVA, E. K. C.; MELO, L. G. L. Manejo de doenças de plantas: um enfoque
agroecológico. Revista EDUCAmazônia - Educação Sociedade e Meio Ambiente, v. 10, n. 1,
p. 143-157, 2013.
SILVA, M. S.; CARVALHO, F. C. Q.; SILVA, J. R.; LINS, S. R. O.; OLIVEIRA, S. M.
A. Uso de antagonistas e produtos alternativos no manejo pós-colheita de podridão mole em
pimentão. Revista Ciência Agronômica, v. 45, n. 4, p. 718-725, 2014.
SILVEIRA, A. L. da; STRACIERI, J.; PEREIRA, F. D.; SOUZA, A. de; GOES, A.
Caracterização molecular de isolados de Colletotrichum spp. associados à podridão floral dos
citros. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 38, n. 1, p. 64-71, 2016. Disponível em:
http://dx.doi.org/10.1590/0100-2945-041/15. Acesso em: 3 mar. 2025.
SOUZA, E. L.; SANTOS, J. B.; SILVA, L. A. Bioprospecção de actinobactérias endofíticas
para o controle biológico de fitopatógenos fúngicos. Revista Brasileira de Microbiologia, v.
52, n. 4, p. 2025-2035, 2021. Disponível em: https://doi.org/10.1007/s42770-021-00456-7.
Acesso em: 4 mar. 2025.
SOUZA, J. P.; ALMEIDA, R. T. Formação de biofilmes bacterianos e suas implicações
para a indústria e a saúde pública. Revista de Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 29, n. 3,
p. 75-89, 2021. Disponível em: https://diversey.com.br/pt-br/blog/formacao-de-biofilmesbacterianos. Acesso em: 24 fev. 2025.
SOUZA, R. F. et al. Diferenças na suscetibilidade de espécies de Colletotrichum ao controle
biológico. Brazilian Journal of Plant Protection, v. 21, n. 4, p. 233-245, 2018. Disponível em:
https://bdtd.ibict.br/vufind/Record/UFPR_5b7316db3827706ba2b3c8ed433b99d7. Acesso
em: 28 jan. 2025.
SOUZA, G. M. et al. Espécies medicinais do gênero Zanthoxylum (Rutaceae) no Brasil.
Research, Society and Development, v. 11, n. 1, p. e3306412791, 2022. Disponível em:
https://rsdjournal.org/index.php/rsd/article/download/33064/27969/371181. Acesso em: 5
mar. 2025.
SYED, S.; TOLLAMADUGU, N. V. K. V. P. Role of plant growth-promoting
microorganisms as a tool for environmental sustainability. In: Recent Developments in
Applied Microbiology and Biochemistry. p. 209-222, 2019.
VASHISTH, T.; KADYAMPAKENI, D. Diagnosis and management of nutrient constraints
in citrus. In: SRIVASTAVA, A. K.; HU, C. (Ed.). Fruit Crops. 1. ed. Elsevier, 2020. cap.
49, p. 723-737. ISBN 9780128187326. DOI: https://doi.org/10.1016/B978-0-12-818732-

40

6.00049-6. Disponível em:
https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780128187326000496. Acesso em: 5
mar. 2025.
WEIR, B. S.; JOHNSTON, P. R.; DAMM, U. The Colletotrichum gloeosporioides species
complex. Studies in Mycology, v. 73, n. 1, p. 115-180, 2012. DOI:
https://doi.org/10.3114/sim0011.
ZANUNCIO JUNIOR, J. S.; SILVA, J. M.; LIMA, P. R. Tendências e inovações no
manejo sustentável de doenças em citros. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v. 57, p. 211225, 2022.