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                    UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGAOS
CAMPUS DE ENGENHARIAS E CIÊNCIAS AGRÁRIAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PROTEÇÃO DE PLANTAS

LUAN HENRIQUE DA SILVA FERRO

HISTOPATOLOGIA E HISTOQUÍMICA DO PROCESSO DE INFECÇÃO DE
Colletotrichum truncatum EM Phaseolus lunatus L.

RIO LARGO
2026

LUAN HENRIQUE DA SILVA FERRO

HISTOPATOLOGIA E HISTOQÍMICA DO PROCESSO DE INFECÇÃO DE
Colletotrichum truncatum EM Phaseolus lunatus L.

Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa
de Pós-Graduação em Proteção de Plantas do
Campus de Engenharias e Ciências Agrárias da
Universidade Federal de Alagoas, para obtenção do
título de Mestre em Proteção de Plantas.
Orientador: Prof. Dr. Gildemberg Amorim Leal
Junior
Co-orientadora: Profa. Dra. Graziela Cury
Guapo

RIO LARGO
2026

Folha de Aprovação
LUAN HENRIQUE DA SILVA FERRO

HISTOPATOLOGIA E HISTOQUÍMICA DO PROCESSO DE INFECÇÃO DE
Colletotrichum truncatum EM Phaseolus lunatus L.
Dissertação submetida à banca examinadora do
Programa de Pós-Graduação em Proteção de Plantas
do Campus de Engenharias e Ciências Agrárias da
Universidade Federal de Alagoas, e aprovada em 26
de fevereiro de 2026.
Banca Examinadora:

______________________________________________________________________________
Orientador: Prof. Dr. Gildemberg Amorim Leal Junior
(Universidade Federal de Alagoas)

______________________________________________________________________________
Examinador Interno: Prof.ª Dr.ª Maria de Fátima Silva Muniz
(Universidade Federal de Alagoas)

______________________________________________________________________________
Examinador Externo: Prof. Dr. João Paulo R. Marques
(Universidade de São Paulo

À minha mãe:
Josiete da Sila Ferro que sempre acreditou na educação
como caminho para um futuro melhor e que, com
incentivo e apoio, tornou possível esta realização.
DEDICO!

AGRADECIMENTOS
Ao meu orientador Prof.º Dr.º Gildemberg Amorim Leal Junior, pela confiança, parceria,
experiências proporcionadas e conhecimentos partilhados nesses dois anos de convivência;
A minha co-orientadora Prof.a Dr. a Graziela Cury Guapo pelos vários anos de confiança,
parceria e ensinamentos;
A Prof.a Dr.a Ana Prata, pelo incentivo que me fez tomar a decisão de me inscrever na
seleção para o mestrado;
Aos meus amigos Dayse Lins e Jerferson Silva, pelas horas de sono perdidas nas
madrugadas no laboratório durante os experimentos. A dedicação, o apoio e a parceria de vocês
foram imprescindíveis para a realização deste trabalho!
Às minhas amigas Claudjane Amorim (Cacau), Gabriela Andrade (Gab) e Ester Costa, as
primeiras pessoas que tive contato ao entrar no mestrado, por todos os conhecimentos, todas as
risadas e momentos compartilhados;
Às minhas amigas Iara Luna e Géssica Trindade por todos os ensinamentos, experiencias
e momentos compartilhados;
Aos meus colegas e amigos da Clínica fitossanitária que impactaram positivamente minha
trajetória, em especial Ana Paula, Sheila Carvalho, Rafaela Araújo e José Carlito, por toda a ajuda
e conhecimentos partilhados.
E por fim a todas as pessoas que tive o prazer de compartilhar vivências durante o
mestrado e impactaram direta ou indiretamente esse processo.

RESUMO
Os fungos do gênero Colletotrichum exibem elevada plasticidade infecciosa, uma vez que seu
comportamento patogênico depende do hospedeiro infectado. Estudos histopatológicos auxiliam
na compreensão detalhada dos processos patogênicos de fitopatógenos, sendo fundamentais para o
entendimento dos mecanismos de resistência da planta. Nesse sentido, embora a resistência à
antracnose em Phaseolus lunatus, causada por Colletotrichum truncatum, seja conhecida, análises
histopatológicas são necessárias para caracterizar a forma como o patógeno coloniza os tecidos do
hospedeiro. Assim, o estudo teve como objetivo caracterizar os eventos histopatológicos e
histoquímicos associados à infecção de C. truncatum em folhas de P. lunatus, utilizando dois
isolados contrastantes quanto à agressividade (ICT12 e ICT16), inoculados em três variedades do
hospedeiro (PLBP4, G65 e OVIC), visando compreender os mecanismos estruturais e bioquímicos
que modulam essa interação até 148 horas após a inoculação (hai). Para isso, folhas completamente
expandidas das três variedades foram coletadas, desinfestadas e inoculadas com suspensões de
esporos de ambos os isolados ajustadas à concentração de 1×10⁵ esporos/mL. A severidade da
doença foi avaliada por análise de imagens digitais aos 10 dias após a inoculação, com dados
submetidos à análise de variância (ANOVA) e comparação de médias pelo teste de Scott–Knott (p
≤ 0,05). A formação de estruturas fúngicas foi acompanhada por teste de impressão utilizando
esmalte incolor. Para as análises histológicas, os tecidos das áreas inoculadas foram incluídos em
historesina, seccionados em micrótomo e corados com azul de algodão e safranina, enquanto as
análises histoquímicas foram realizadas em material fresco para detecção de compostos fenólicos,
lipídios e carboidratos. O ensaio revelou que embora todas as variedades tenham desenvolvido
lesões, a severidade variou entre isolados, sendo o isolado ICT12 mais agressivo na OVIC e o
ICT16 nas variedades G65 e PLBP4, sendo esta última mais eficiente em restringir a infecção,
especialmente frente ao ICT12. Os testes histoquímicos evidenciaram acúmulo mais precoce de
compostos fenólicos em OVIC (4 hai) e PLBP4 (6 hai), com redução gradual ao longo do período
de avaliação, enquanto na variedade G65 esses compostos foram detectados a partir de 9 hai e se
mantiveram durante todo o processo infeccioso. O isolado ICT16 apresentou comportamento
predominantemente necrotrófico, caracterizado por colonização subcuticular inicial e subsequente
degradação dos tecidos epidérmicos e do mesófilo, com formação de lesões necróticas e
diferenciação de acérvulos. Em contraste, o isolado ICT12 exibiu padrão hemibiotrófico, com
penetração inicial nas células epidérmicas sem lise imediata, indicando fase biotrófica transitória,
seguida de transição para a fase necrotrófica, marcada pela degradação das células epidérmicas e
posterior comprometimento do mesófilo. O estudo revela que, dentro da mesma espécie, diferentes
estratégias de infecção podem ser adotadas para colonizar um mesmo hospedeiro, evidenciando a
complexidade da interação patógeno–planta e os desafios no desenvolvimento de variedades
resistentes de P. lunatus a C. truncatum.
Palavras-chave: Infecção fúngica, Histologia vegetal, Defesa vegetal, Melhoramento genético.

ABSTRACT
Fungi of the genus Colletotrichum exhibit high infectious plasticity, as their pathogenic behavior
depends on the infected host. Histopathological studies aid in the detailed understanding of the
pathogenic processes of plant pathogens and are fundamental to understanding plant resistance
mechanisms. In this regard, although resistance to anthracnose in Phaseolus lunatus, caused by
Colletotrichum truncatum, is known, histopathological analyses are necessary to characterize how
the pathogen colonizes host tissues. Thus, the study aimed to characterize the histopathological
and histochemical events associated with C. truncatum infection in P. lunatus leaves, using two
isolates differing in aggressiveness (ICT12 and ICT16), inoculated into three host varieties
(PLBP4, G65, and OVIC), to understand the structural and biochemical mechanisms that modulate
this interaction up to 148 hours after inoculation (hai). For this purpose, fully expanded leaves
from the three varieties were collected, disinfected, and inoculated with spore suspensions of both
isolates adjusted to a concentration of 1×10⁵ spores/mL. Disease severity was assessed by digital
image analysis 10 days after inoculation, with data subjected to analysis of variance (ANOVA)
and comparison of means using the Scott–Knott test (p ≤ 0.05). The formation of fungal structures
was monitored using a stamp test with colorless enamel. For histological analyses, tissues from
the inoculated areas were embedded in historesin, sectioned on a microtome, and stained with
cotton blue and safranin, while histochemical analyses were performed on fresh material to detect
phenolic compounds, lipids, and carbohydrates. The test revealed that although all varieties
developed lesions, the severity varied among isolates, with isolate ICT12 being the most virulent
on OVIC and ICT16 on varieties G65 and PLBP4, the latter being more effective at limiting
infection, especially against ICT12. Histochemical tests showed earlier accumulation of phenolic
compounds in the OVIC and PLBP4 varieties, detected from 4 and 6 hai, respectively, with a
gradual reduction throughout the evaluation period, while in the G65 variety, these compounds
began to be detected from 9 hai and remained throughout the infectious process. The ICT16 isolate
exhibited predominantly necrotrophic behavior, characterized by initial subcuticular colonization,
with subsequent degradation of epidermal and mesophyll tissues, with the formation of necrotic
lesions and differentiation of acervuli. In contrast, the ICT12 isolate exhibited a hemibiotrophic
pattern, with initial penetration into epidermal cells without immediate lysis, indicating a transient
biotrophic phase, followed by a transition to the necrotrophic phase, initially marked by
degradation of epidermal cells and subsequent compromise of the mesophyll. The study reveals
that within the same species, it is possible to observe different lifestyles for colonizing the same
host species. The findings highlight the high complexity of disease development and host response.
This makes the development of P. lunatus varieties resistant to C. truncatum challenging.

Keywords: Fungal infection, Plant histology, Plant defense, Genetic improvement

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Inoculação e amostragem em folhas de Phaseolus lunatus: (A) Pontos de inoculação
previamente demarcados com caneta à prova d’água. (B) áreas de coleta de tecidos..............30
Figura 2. Sintomas iniciais em tecidos foliares inoculados com isolados de Colletotrichum:
(A) isolado ICT12, com leve clorose na área de inoculação; (B) isolado ICT16, com manchas
necróticas circundadas por halo clorótico ............................................................................... 32
Figura 3. Aspecto das lesões de antracnose em folhas de Phaseolus lunatus inoculadas com
Colletotrichum truncatum, aos 10 dias após a inoculação. (A–C) Isolado ICT12 nas variedades
OVIC, G65 e PLBP4, respectivamente; (D–F) Isolado ICT16 nas variedades OVIC, G65 e
PLBP4, respectivamente.......................................................................................................... 33
Figura 4. Valores médios de severidade das três variedades de feijão-fava 10 dias após a
inoculação com ambos os isolados de Colletotrichum truncatum. (A) variedade PLBP4; (B)
variedade G65; (C) variedade OVIC. ...................................................................................... 34
Figura 5. Germinação de conídios e formação de apressórios do isolado ICT12 em folhas das
variedades PLBP4 (A e D); G65 (B e E) e OVIC (C e F); (ap) apressório; (tg) tudo germinativo;
barra: 6 µm............................................................................................................................... 35
Figura 6. Micrografias ópticas das folhas da Variedade OVIC inoculadas com o isolado
ICT12: (A e B) hifas intracelulares epidérmicas com 24 hai (ponta de seta); (C) degradação da
epiderme .................................................................................................................................. 36
Figura 7. Micrografias ópticas das folhas da Variedade G65 inoculadas com o isolado ICT12:
(A) hifas intracelulares epidérmicas com 30 hai (ponta de seta); (B) hifas colonizando o
mesofilo (ponta de seta) e degradação da epiderme (asterisco preto) com 48 hai; (C) hifas
intercelulares com 72 hai (seta branca); (D e E) presença de amplos espaços intercelulares s
(seta preta), cloroplasto agrupado (asterisco branco), observa-se a área de transição da infecção
com 148 hai; (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial; (eab) epiderme abaxial; (pp) parênquima
paliçádico; (pl) parênquima lacunoso (x) xilema; barra: 100 µm. .......................................... 23
Figura 8. Micrografias ópticas das folhas da Variedade PLBP4 inoculadas com o isolado
ICT12: (A-C) hifas colonizando as células epidérmicas (ponta de seta) observadas a partir de

96 hai; (D) hifas intercelulares (seta branca); (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial; (pp)
parênquima paliçádico com 120 hai; barra: 100 µm. .............................................................. 38
Figura 9. Detecção histoquímica de compostos fenólicos nas três variedades de Phaseolus
lunatus inoculadas com o isolado ICT12 de Colletotrichum truncatum: (A e B) variedade
OVIC, observou-se compostos fenólicos com 6 hai, seguida por redução progressiva; (C e D)
variedade G65, compostos fenólicos foram detectados a partir de 9 hai; (E e F) variedade
PLBP4, compostos fenólicos a partir de 4 hai, com diminuição gradual nas avaliações
subsequentes ............................................................................................................................ 39
Figura 10. Germinação de conídios e formação de apressórios do isolado ICT16 em folhas
das variedades PLBP4: Variedades OVIC (A e D); variedade G65 (B e E) e variedade PLBP4(C
e F); (ap) opressório; (tg) tudo germinativo; barra .................................................................. 40
Figura 11. Micrografias ópticas das folhas da Variedade OVIC inoculadas com o isolado
ICT16: (A) hifas subcuticulares intramurais (ponta de seta), e massas de cloroplastos (asterisco
branco) observados a parti de 24 hai; (B) massa compacta de hifas (asterisco preto) que deu
origem aos acérvulos (ac); (C) presença de amplos espaços intercelulares (seta preta) e
acérvulos observados a partir de 120 hai; (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial; (pp) parênquima
paliçádico; (pp) parênquima lacunoso ..................................................................................... 41
Figura 12. Micrografias ópticas das folhas da Variedade G65 inoculadas com o isolado ICT16:
(A) hifas subcutículares intramurais (ponta de seta) observadas a parti de 24 hai; (B)
degradação das células epidérmica (asterisco preto), presença de amplos espaços intercelulares
(seta preta), cloroplasto agrupado nos tecidos degradados (asterisco branco); (C) espessura da
parede dos elementos de vaso em coletas anteriores a 72 hai (D) espessamento dos elementos
de vaso (seta branca) com 72 hai; (E) formação de acérvulos (ac) 96 hai; (c) cutícula; (ead)
epiderme adaxial; (pp) parênquima paliçádico; (x) xilema barra ............................................ 42
Figura 13. Micrografias ópticas das folhas da Variedade PLBP4 inoculadas com o isolado
ICT16: (A e B) hifas subcutículares intramurais (ponta de seta) observadas a parti de 18 hai;
(C e D) degradação das células epidérmica (asterisco preto), presença de amplos espaços
intercelulares (seta preta) indicando degradação das paredes celulares e condensação dos
cloroplastos em massas (asterisco branco) observado 96 hai; (c) cutícula; (ead) epiderme
adaxial; (pp) parênquima paliçádico; (pl) parênquima lacunoso; barra .................................. 43

Figura 14. Detecção histoquímica de compostos fenólicos nas três variedades de Phaseolus
lunatus inoculadas com o isolado ICT12 de Colletotrichum truncatum: (A e B) variedade
OVIC, observou-se compostos fenólicos com 6 hai, seguida por redução progressiva; (C e D)
variedade G65, compostos fenólicos foram detectados a partir de 9 hai; (E e F) variedade
PLBP4, compostos fenólicos a partir de 4 hai, com diminuição gradual nas avaliações
subsequentes ............................................................................................................................ 44

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO ....................................................................................................................... 13
2. REFERENCIAL TEÓRICO .................................................................................................. 15
2.1.Interação Planta-Patógeno: aspectos histopatológicos da infecção por Colletotrichum spp.
................................................................................................................................................. 15
2.2. Histoquímica da interação Planta-Patógeno ..................................................................... 19
2.3. Família Fabaceae .............................................................................................................. 20
2.4. Gênero Phaseolus spp....................................................................................................... 21
2.5. Phaseolus lunatus L.: Aspectos gerais da espécie e sua importância na agricultura de
subsistência e diversidade genética ......................................................................................... 21
2.6. Importância econômica do feijão-fava ............................................................................. 23
2.7. Antracnose ........................................................................................................................ 24
2.8. Antracnose no feijão-fava: agente causal, sintomatologia e manejo ................................ 25
3. MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................................... 28
3.1. Material vegetal ................................................................................................................ 28
3.2. Inoculação ......................................................................................................................... 28
3.3. Severidade da antracnose em P. lunatus ........................................................................... 29
3.4. Teste de impressão ............................................................................................................ 29
3.5. Análises histológicas ......................................................................................................... 29
3.6. Análises histoquímicas...................................................................................................... 30
4. RESULTADOS ........................................................................................................................ 32
4.1. Severidade e sintomatologia da antracnose causada por C. truncatum em P. lunatus ..... 32
4.2. Histopatologia dos tecidos de P. lunatus inoculados com isolado ICT12 de C.
truncatum ................................................................................................................................. 34
4.3. Histopatologia dos tecidos de P. lunatus inoculados com isolado ICT16 de C.
truncatum ................................................................................................................................. 40
5. DISCUSSÃO ............................................................................................................................ 45
6. CONCLUSÃO ......................................................................................................................... 50
7. REFERÊNCIAS ..................................................................................................................... 51

1. INTRODUÇÃO
Estudos histopatológicos vão além da simples descrição de alterações nos tecidos vegetais
frente a infecção de um patógeno, eles permitem a identificação das estruturas e localização de
fitopatógenos no interior do hospedeiro, assim como permite a identificação estratégias de defesa
da planta infectada. Apesar dos avanços no entendimento dos mecanismos de resistência das
plantas, as estratégias de defesa do hospedeiro ainda são pouco exploradas sob a perspectiva
histológica. Nesse contexto, a histopatologia fornece informações essenciais para a compreensão
dos processos de penetração, colonização e estabelecimento dos patógenos nos tecidos vegetais,
quanto a resistência vegetal, ela pode estar associada a caracteres estruturais e bioquímicos,
constitutivos ou induzidos, que se manifestam ao longo da interação planta-patógeno (Marques e
Soares, 2021).
De modo geral, os fungos constituem um dos grupos mais importantes de fitopatógenos,
sendo responsáveis por uma ampla gama de doenças em plantas cultivadas (Amorin; Rezende e
Bergamin Filho, 2018). Entre essas doenças, a antracnose destaca-se por sua ampla distribuição e
pelo impacto negativo em diversas culturas de importância econômica. Embora extensivamente
estudada em sistemas agrícolas de maior interesse agronômico, a antracnose também afeta culturas
de subsistência, como o Phaseolus lunatus L., (feijão-fava), provocando reduções expressivas na
produtividade e na qualidade das vagens (Gomes et al., 2022). Os danos associados à antracnose
resultam não apenas em perdas econômicas, mas também em impactos sociais relevantes,
especialmente em regiões dependentes da agricultura familiar. Apesar disso, a doença permanece
pouco investigada nesse tipo de cultura.
Phaseolus lunatus L., conhecido popularmente como feijão-fava ou feijão-de-lima, apresenta
populações silvestres e cultivadas, sendo historicamente utilizado por povos indígenas das
Américas (Martínez-Castillo et al., 2008). No Brasil, embora seja menos explorado que Phaseolus
vulgaris L. (feijão-comum), o feijão-fava destaca-se por sua ampla capacidade de adaptação
edafoclimática, assumindo grande relevância agrícola no Nordeste brasileiro onde a cultura possui
expressiva importância econômica, social e cultural, especialmente devido à sua rusticidade e
tolerância a condições de temperaturas elevadas, o que possibilita a extensão do período de cultivo
mesmo durante a estação seca. (Guimarães et al., 2007)
A região Nordeste concentra aproximadamente 99% da produção nacional de feijão-fava. No
estado de Alagoas, a produção é estimada em cerca de 488 toneladas, cultivadas em uma área de
13

528 hectares, representando aproximadamente 4% da produção nacional (IBGE, 2022). Apesar da
ampla adaptação da cultura às condições climáticas regionais, a ocorrência de doenças constitui
um dos principais fatores limitantes à produção, comprometendo a produtividade e a
sustentabilidade do cultivo (Silva et al., 2014; Sousa et al., 2018).
No feijão-fava, o principal agente etiológico da antracnose é o fungo Colletotrichum
truncatum (Schw.) Andrus &. Moore. Os sintomas característicos da doença incluem manchas
avermelhadas na face adaxial das folhas, geralmente distribuídas ao longo das nervuras, além do
comprometimento de pecíolos, caules jovens e vagens. Nas vagens, observam-se lesões grandes,
deprimidas e de coloração avermelhada, frequentemente associadas à formação de numerosos
acérvulos (Cavalcante et al., 2019).
O processo inicial de infecção das espécies do gênero Colletotrichum apresenta elevada
similaridade entre os diferentes hospedeiros. Os conídios aderem à superfície epidérmica,
germinam e formam tubos germinativos que se diferenciam em apressórios, a partir dos quais se
originam hifas de penetração (peg), capazes de atravessar a cutícula e a parede celular do
hospedeiro (Diéguez-Uribeondo et al., 2005). Após a penetração, as espécies de Colletotrichum
podem apresentar diferentes estratégias de colonização, variando entre necrotrófico,
hemibiotrófico, latente ou quiescente e endofítico, sendo a hemibiotrofia o modo de infecção mais
frequentemente relatado para o gênero (De Silva et al., 2017).
Apesar da importância da antracnose no feijão-fava, os danos causados por C. truncatum
ainda não foram descritos sob a perspectiva histopatológica. A compreensão do comportamento
dos tecidos vegetais do hospedeiro frente a presença do patógeno, torna este trabalho de suma
importância para entendimento do patossistema da antracnose no feijão-fava assim como a
resistência do hospedeiro.
Dessa forma, o presente trabalho tem como objetivo descrever as alterações anatômicas e
bioquímicas apresentadas pelas folhas do feijão-fava (Phaseolus lunatus) durante o processo de
infecção causado por C. truncatum, com foco no modo de penetração e na colonização do
patógeno, visando compreender as possíveis causas que levam à restrição do crescimento das
lesões em algumas plantas, buscando entender os mecanismos responsáveis pela suscetibilidade
ou resistência do hospedeiro à infecção.

14

2. REFERENCIAL TEÓRICO
2.1. Interação Planta-Patógeno e aspectos histopatológicos da infecção por Colletotrichum spp.
Embora à primeira vista possam parecer organismos passivos frente à ação de
microrganismos patogênicos, as plantas dispõem de um conjunto complexo e altamente
coordenado de mecanismos de defesa que lhes permitem reconhecer, responder e, em muitos casos,
limitar o avanço de patógenos. As interações planta–patógeno envolvem uma sucessão de eventos
que se iniciam com o reconhecimento do invasor pelo hospedeiro e culminam na ativação de
respostas defensivas específicas. De maneira geral, esses mecanismos podem ser classificados em
duas grandes categorias: defesas estruturais ou físicas, que atuam como barreiras pré-formadas ou
induzidas, e defesas bioquímicas, relacionadas à produção e ao acúmulo de metabólitos com ação
antimicrobiana. A ativação dessas respostas ocorre por meio de sinais sucessivos e integrados, que
refletem a complexidade do sistema de defesa vegetal frente à diversidade de estratégias
empregadas pelos patógenos (Fernandes et al., 2009).
Dentre os diferentes grupos de fitopatógenos, os fungos se destacam como uma das classes
mais importantes, tanto pela diversidade de espécies quanto pela ampla gama de doenças que
causam em plantas cultivadas. Milhares de espécies fúngicas estão associadas a doenças de
importância agrícola, afetando culturas em diferentes estágios de desenvolvimento e em distintas
condições ambientais. De modo geral, plantas infectadas por fungos apresentam uma variedade de
sintomas visuais e estruturais, entre os quais se destacam manchas foliares necróticas ou
descoloridas, murcha associada ao bloqueio dos vasos condutores, podridão de tecidos,
crescimento de micélio visível na superfície vegetal como no caso dos oídios e a formação de
pequenas pústulas pulverulentas, características das ferrugens (Amorin; Rezende e Bergamin
Filho, 2018).
Essas manifestações sintomatológicas estão diretamente relacionadas a perdas de
produtividade em diversas culturas agrícolas, resultando em prejuízos econômicos significativos.
Além do impacto direto sobre o rendimento, o processo de penetração, colonização e
estabelecimento dos fungos nos tecidos vegetais promove alterações estruturais e fisiológicas
profundas, que refletem etapas específicas do monociclo da doença. Assim, o estudo detalhado
desses processos permite compreender não apenas a expressão dos sintomas, mas também os
mecanismos subjacentes à infecção e à progressão da doença no hospedeiro (Marques, Soares e
Appezzato-da-Glória, 2013).
15

Entre as doenças fúngicas de maior relevância econômica, a antracnose ocupa posição de
destaque, tanto em condições de pré quanto de pós-colheita. Essa doença é causada por espécies
do gênero Colletotrichum, um grupo de fungos amplamente distribuído e caracterizado por uma
elevada diversidade de hospedeiros. A ampla disseminação dessas espécies, aliada à sua
capacidade de infectar diferentes tecidos vegetais, resulta em severas perdas de produtividade em
diversas culturas agrícolas (Kimati et al., 2005).
O processo infeccioso de Colletotrichum spp. inicia-se, de modo geral, com a deposição e
aderência dos conídios à superfície epidérmica do hospedeiro. Em condições favoráveis, esses
conídios germinam, originando tubos germinativos que, posteriormente, se diferenciam em
apressórios. Essas estruturas especializadas desempenham papel central no processo de infecção,
pois a partir delas se desenvolvem as hifas de penetração (peg), capazes de atravessar a cutícula e
a parede celular do hospedeiro por meio da combinação de força mecânica e ação enzimática
(Diéguez-Uribeondo et al., 2005). Estudos histopatológicos têm sido fundamentais para evidenciar
as particularidades desse processo, revelando diferenças e similaridades na colonização tecidual
entre espécies de Colletotrichum spp. e seus respectivos hospedeiros.
Na macieira (Malus domestica), por exemplo, a infecção por C. fructicola é caracterizada
inicialmente pela liberação de enzimas capazes de degradar a cutícula, tornando-a
progressivamente mais delgada. Esse afinamento representa o primeiro indicativo da penetração
do patógeno. Em seguida, forma-se um pino de penetração a partir do apressório, que atravessa
completamente a cutícula e dá origem a uma vesícula de infecção intramural subcuticular. Essa
estrutura diferencia-se em hifas primárias que penetram as células epidérmicas e avançam em
direção ao parênquima paliçádico, onde o patógeno permanece em um estágio de desenvolvimento
biotrófico. A transição para a fase necrotrófica é marcada pela produção de hifas secundárias,
associadas à degradação celular, especialmente nas regiões adjacentes a essas hifas (Shang et al.,
2020).
Em caules e pecíolos de morangueiro (Fragaria ananassa) acometidos por antracnose
causada por C. acutatum e C. fragariae, observou-se que, apesar de se tratarem de espécies
distintas, o processo infeccioso apresenta elevada similaridade. Os primeiros sinais de dano celular
incluem a distorção das paredes celulares e o desprendimento da membrana plasmática. Com o
avanço da infecção, as hifas tornam-se mais abundantes nas células corticais, enquanto a
colonização da cutícula, epiderme e subepiderme ocorre inicialmente de forma apoplástica,
16

progredindo posteriormente para células mortas. Em estágios mais avançados, a progressão da
doença resulta em deformações acentuadas e ruptura das paredes das células corticais, enquanto
as paredes das células epidérmicas e subepidérmicas permanecem estruturalmente íntegras, mesmo
após a penetração fúngica (Curry et al., 2002).
Na antracnose causada por C. sansevieriae em Sansevieria trifasciata (espada-de-São-jorge),
os estudos histopatológicos indicaram que, nos estágios iniciais da infecção, a colonização dos
tecidos foliares ocorre predominantemente a partir de lesões previamente existentes. A expansão
do patógeno dá-se pelo mesófilo, tanto de forma intracelular quanto intercelular, sem evidências
consistentes de penetração direta pela superfície foliar íntegra. Em alguns casos, entretanto, foi
possível observar hifas penetrando no hospedeiro por meio das aberturas estomáticas. A
colonização concentra-se nas células do parênquima e no espaço subcuticular, onde ocorre intensa
proliferação fúngica, seguida pela diferenciação de acérvulos. Em estágios avançados, o acúmulo
dessas estruturas promove a ruptura das células epidérmicas e parenquimáticas, e os acérvulos
maduros rompem a cutícula, possibilitando a liberação dos conídios (Kee, Zakaria e Mohd, 2020).
Em folhas de mangueira (Mangifera indica) infectadas por C. gloeosporioides, tanto em
condições naturais quanto após inoculação in vitro, os estudos histopatológicos revelaram padrões
semelhantes de colonização e degradação tecidual. Em tecidos naturalmente infectados,
observaram-se plasmólise, desorganização estrutural e escurecimento das células parenquimáticas
próximas aos feixes vasculares, frequentemente preenchidas por micélio fúngico, com posterior
disseminação para tecidos adjacentes e elementos do xilema. De forma semelhante, nos tecidos
inoculados artificialmente, a infecção iniciou-se de maneira subcuticular, seguida por colonização
inter e intracelular do mesófilo, resultando em colapso celular progressivo, espessamento das
paredes epidérmicas e necrose generalizada (Pandey et al., 2012).
Na oliveira (Olea europaea) a antracnose causada por C. acutatum e C. gloeosporioides
apresenta particularidades relacionadas ao estádio de desenvolvimento do hospedeiro. Embora a
germinação dos conídios e a formação de apressórios ocorram em folhas, ramos e frutos, o
desenvolvimento efetivo da infecção e dos sintomas é restrito aos frutos. Nos frutos imaturos, a
infecção permanece limitada à penetração inicial, sem colonização subsequente ou
desenvolvimento de sintomas, caracterizando um estado quiescente. Em frutos em início de
maturação e maduros, ocorre colonização subcuticular e intra e intercelular dos tecidos
epidérmicos e do mesocarpo, com formação de hifas multilobadas, necrose celular progressiva e
17

intensa colonização de tecidos mortos, culminando na formação de acérvulos que rompem a
cutícula. Apesar de se tratarem de espécies distintas, o processo infeccioso mostrou-se semelhante,
sendo o estádio de maturação do hospedeiro o principal fator determinante para o desenvolvimento
da doença (Talhinhas et al., 2011).
Na goiabeira (Psidium guajava), C. gloeosporioides causa lesões ao penetrar diretamente a
cutícula do fruto por meio das hifas de penetração originadas na base dos apressórios. Essas
estruturas secretam material adesivo, o que favorece sua fixação à superfície do hospedeiro. As
hifas de penetração permanecem restritas à cutícula, não sendo observados danos às células
epidérmicas. Além disso, verificou-se maior taxa de germinação dos conídios e formação de
apressórios em temperaturas entre 20 e 25 °C (Moraes, Escanferla e Massola, 2014).
Na podridão floral dos citros (Citrus sinensis), causada por C. acutatum, os conídios
originam tubos germinativos que formam apressórios depositados nas paredes anticlinais e
periclinais das células epidérmicas. A penetração ocorre predominantemente pelo espaço
intercelular, e, uma vez nos tecidos, as hifas apresentam crescimento subcuticular e intramural. Em
alguns casos, a penetração pode ocorrer por meio do ostíolo dos estômatos ou diretamente nas
células epidérmicas (Marques et al., 2013).
Diferenças nas estratégias de colonização também foram observadas na antracnose causada
por C. truncatum em diferentes hospedeiros. No mamão (Carica papaya), o patógeno forma
apressórios que penetram diretamente a parede celular por ação mecânica e enzimática, dando
origem a hifas intramurais. Logo após a infecção, inicia-se o processo necrótico, com a presença
de hifas intracelulares associadas à degradação tecidual. Na ervilha (Pisum sativum), embora os
conídios germinem mais rapidamente, o processo infeccioso é mais lento. Nesse caso, as hifas
primárias permanecem invaginadas no lúmen celular durante um estágio biotrófico prolongado,
sem ocorrência imediata de lise celular. A transição para a fase necrotrófica é marcada pela
liberação de hifas secundárias, responsáveis pelo dano aos tecidos do hospedeiro (Rojo-Báez et
al., 2016).
De modo geral, os estudos histopatológicos permitem a visualização detalhada dos aspectos
estruturais dos tecidos infectados e a localização precisa dos fitopatógenos, fornecendo
informações essenciais sobre os processos de penetração, colonização e degradação tecidual.
Associadas às análises histoquímicas, essas abordagens são fundamentais para a compreensão das

18

respostas do hospedeiro frente ao agente patogênico, bem como das estratégias utilizadas pelo
patógeno para superar as barreiras defensivas da planta (Marques e Soares, 2021).
2.2. Histoquímica da interação Planta-Patógeno
A histoquímica é uma técnica que utiliza reagentes químico-histológicos previamente
estabelecidos para a identificação de compostos do metabolismo primário e secundário presentes
nos tecidos vegetais. Esses métodos baseiam-se em reações cromáticas específicas, permitindo a
detecção e a localização de substâncias em membranas celulares e conteúdos intracelulares. O
reconhecimento dessas alterações histoquímicas possibilita uma melhor compreensão dos
mecanismos de resistência das plantas ao ataque de patógenos, contribuindo para estratégias de
manejo mais sustentáveis e economicamente viáveis, com reflexos positivos na produtividade e na
qualidade dos produtos agrícolas (Figueiredo et al., 2007).
De modo geral, na interação planta-patógeno, a planta pode ser classificada como não
hospedeira, quando apresenta imunidade ao patógeno, ou como hospedeira, sendo então suscetível
à infecção. Sob a perspectiva do patógeno, este pode ser considerado avirulento quando incapaz
de causar doença, ou virulento, quando possui a capacidade de colonizar o hospedeiro e induzir
sintomas. As respostas defensivas ativadas pela planta frente à infecção são tradicionalmente
agrupadas em mecanismos estruturais (ou físicos) e mecanismos bioquímicos (Glazebrook, 2005;
Fernandes et al., 2009).
As respostas de defesa das plantas ao ataque de patógenos estão intimamente relacionadas à
percepção de padrões moleculares associados a patógenos (PAMPs). O reconhecimento dessas
moléculas pelo hospedeiro desencadeia uma cascata de eventos celulares e bioquímicos, incluindo
alterações estruturais, ativação de vias metabólicas e síntese de proteínas de defesa. Essas
proteínas podem atuar degradando a parede celular de fungos, promovendo a biossíntese de
compostos antimicrobianos ou reforçando as paredes celulares da planta, dificultando o avanço do
patógeno. Paralelamente, ocorre a ativação da transcrição de genes de alerta associados ao
aumento da atividade enzimática e à produção de metabólitos envolvidos na contenção ou no
retardo da infecção (Barbieri e Carvalho, 2001; Silva et al., 2008).

19

Do ponto de vista bioquímico, um dos mecanismos de defesa vegetal mais relevantes é a
produção e o acúmulo de metabólitos secundários, cuja síntese é intensificada em condições de
estresse biótico. Esses compostos desempenham papel fundamental na defesa contra insetos,
patógenos e até mesmo contra a competição com outras plantas. Entre esses metabólitos, os
compostos fenólicos destacam-se por sua participação direta na resposta defensiva, sendo
frequentemente depositados nas paredes celulares, onde atuam como barreiras químicas e como
precursores de polímeros estruturais, como a lignina, conferindo maior resistência mecânica aos
tecidos (Taiz e Zeiger, 2013; Larbat et al., 2014).
Estudos realizados com o musgo Physcomitrella patens, um organismo modelo,
demonstraram que, após a inoculação por Colletotrichum gloeosporioides, ocorre fortificação da
parede celular por meio da incorporação de compostos fenólicos, associada à ativação da via do
fenilpropanoide. Esse reforço estrutural e químico representa uma estratégia de resistência que
pode dificultar o avanço do patógeno nos tecidos, embora nem sempre seja suficiente para impedir
completamente a colonização fúngica (Reboledo et al., 2015).
No patossistema feijoeiro-comum (Phaseolus vulgaris) e Colletotrichum lindemuthianum,
análises histoquímicas indicaram que a indução de resistência, promovida por tratamentos com
Trichoderma spp. e fosfito de potássio, está associada ao acúmulo de espécies reativas de oxigênio,
como o peróxido de hidrogênio (H₂O₂), à deposição de lignina e à ocorrência de reação de
hipersensibilidade em células próximas ao sítio de penetração do patógeno. Esses eventos refletem
profundas modificações estruturais e bioquímicas nos tecidos vegetais, evidenciadas por
colorações histoquímicas específicas para compostos envolvidos nos mecanismos de defesa
(Figueira et al., 2020)
Em infecções de flores cítricas causadas por Colletotrichum acutatum, agente etiológico da
doença conhecida como “postbloom fruit drop”, análises histoquímicas revelaram alterações
bioquímicas marcantes nos tecidos do hospedeiro associadas à colonização fúngica. Observou-se
acúmulo de substâncias lipofílicas em regiões adjacentes aos acérvulos e sob áreas necróticas,
bem como a presença de compostos pécticos nas paredes celulares, especialmente em locais onde
ocorreu a dissolução da lamela média durante a penetração intercelular. Adicionalmente, foi
registrada a liberação de proteínas em tecidos em contato direto com as hifas, acompanhada por
modificações na parede celular do fungo, além de alterações na distribuição de grãos de amido,
20

indicando redirecionamento metabólico nos tecidos infectados. Também se verificou a
lignificação de células estromáticas associadas aos acérvulos e a formação de cristais de oxalato
em áreas colonizadas pelo patógeno (Marques et al., 2013).
2.3. Família Fabaceae
A família Fabaceae possui 795 gêneros e quase 20.000 espécies, sendo assim uma das três
maiores famílias de plantas. A família possui extrema importância tanto ecológica pela capacidade
das suas espécies de se associarem com bactérias fixadoras de nitrogênio, sendo dessa forma uma
das principais fontes de nitrogênio nos ecossistemas terrestres (ILPWG, 2017), quanto econômica,
possuindo espécies amplamente utilizadas para a alimentação, como a soja (Glycine max (L.)
Merrill) que está presente em basicamente todos os alimentos industrializados (Pereira, 2004).
2.4. Gênero Phaseolus spp.
Pertencente à família Fabaceae o gênero Phaseolus spp. possui cerca de 70 espécies das quais
cinco foram domesticadas e possuem importância socioeconômica: P. vulgaris, P. lunatus, P.
coccineus, P. acutifolius e P. polyanthus (Garcia et al., 2021). As espécies do gênero Phaseolus
estão entre as plantas cultivadas mais antigas do novo mundo, cujo cultivo é realizado em sistemas
de monocultura, possuindo achados arqueológicos de domesticação de até 5600 anos atrás
(Kaplan; Lynch, 1999).
O gênero possui expressiva importância agronômica, P. vulgaris (feijão-comum) é
considerada uma das principais leguminosas fornecedora de grãos do mundo, na África a espécies
ocupa a terceira colocação no ranking das mais importante de proteína dietética, ficando atrás
apenas do milho e da mandioca (Nkhata et al., 2020). Segundo a Organização das Nações Unidas
para Alimentação e Agricultura (2022) os cinco maiores produtores de feijão no mundo em ordem
são Índia, Brasil, Myanmar, China e Estados Unidos, sendo responsáveis por produzir cerca de
11,9 milhões de toneladas ao ano, representando aproximadamente 42% da produção mundial.
2.5. Phaseolus lunatus L.: Aspectos gerais da espécie e sua importância na agricultura de
subsistência e diversidade genética
Phaseolus lunatus popularmente conhecido como feijão-fava ou feijão-de-lima, pertence à
família Fabaceae, do ponto de vista socioeconômico é considerada a segunda espécie mais
21

importante dentro do gênero Phaseolus (Seidu et al., 2015). A espécie é considerada uma das
principais leguminosas cultivadas em países tropicais e isso ocorre por ser mais tolerante à seca,
ao excesso de umidade e calor que o feijão-comum (Vieira, 1992).
O feijão-fava é uma planta perene que geralmente tem o hábito de crescimento trepador com
uma gema terminal se desenvolvendo em um broto, ou é uma planta anã com a gema terminal se
desenvolvendo completamente em uma inflorescência. A inflorescência, disposta em racemos,
pode variar em tamanho, mas geralmente é maior que as folhas. Possui numerosas flores que
podem ser brancas, branco-amareladas, rosa, roxas ou violetas com tons intermediários e têm
tamanho inferior a 10 mm. As brácteas são ovais alongadas e medem entre 1 e 2 mm (Beyra e
Artiles, 2004).
O feijão-fava possui germinação epígea com folhas trifolioladas, geralmente de cor escura e
com vida útil mais longa em comparação com outras espécies do gênero, persistindo mesmo após
o amadurecimento das vagens que por sua vez são bastante compridas e de forma geralmente
oblonga e recurvada, com duas alturas distintas (ventral e dorsal) e número de sementes por vagem
variando de duas a quatro (Santos et al., 2002). Uma característica distintiva do feijão-fava em
comparação com outros feijões são as linhas que se irradiam do hilo em direção à região dorsal
das sementes, porém em algumas variedades estas linhas podem não ser tão visíveis (Vieira, 1992).
Um aspecto marcante das sementes de P. lunatus é a ampla variedade de cores e tamanhos,
essa variedade é utilizada como critério para explicar a origem e a diversidade genética da espécie
(Vargas, 2003). A diversidade de sementes crioulas de fava fornece uma riqueza de conhecimento
que contribui para diversas estratégias de uso e manejo. Estes incluem, hábitos alimentares,
armazenamento de grãos/sementes e produção de rações dessa forma, resultam em um material
que apresenta ampla adaptabilidade a diferentes ambientes (Santos et al., 2019).
O feijão-fava destaca-se por sua ampla variabilidade genética. Essa variabilidade genética
torna a espécie valiosa para programas de melhoramento genético, permitindo, assim, a seleção de
características desejáveis em culturas de maior interesse agrícola (Lustosa-Silva et al., 2022).
Muitas são as teorias quanto à origem da variabilidade apresentada pelo feijão-fava, para Mackie
(1943), o centro de origem é a América Central, especificamente na Guatemala. De lá, a espécie
se dispersou em três direções, possivelmente seguindo rotas comerciais: a) Ramificação Inca:
Seguindo para o sul, alcançou a América do Sul através da Colômbia, Equador e Peru. As sementes
dessa ramificação são grandes e achatadas, conhecidas como grupo Lima Grande. b) Ramificação
Hopi: Movendo-se para o norte, chegou aos Estados Unidos, adaptando-se a climas frios. As
22

sementes dessa ramificação são de tamanho médio e formato achatado, denominadas grupo Sieva.
c) Ramificação Caribe: Dirigindo-se para leste, atingiu as Antilhas e, posteriormente, o norte da
América do Sul, caracterizado por zonas calcárias e secas.
O feijão-fava desempenha um importante papel na agricultura de subsistência nos ambientes
tropicais úmidos da América e como fonte de nutrientes para populações rurais na América do Sul
e África (Silva et al., 2015). Sendo uma alternativa sustentável para a produção de alimentos, o
feijão-fava é rico em proteína, carboidratos, ferro, cálcio e fibras, a maior parte do consumo é dos
grãos secos ou verdes, que em países ocidentais são cozidos e consumidos (Kahlon et al., 2005;
Moses et al., 2012).
2.6. Importância econômica do Feijão-fava
Os Estados Unidos se destacam no mundo no cultivo do feijão-fava pela alta capacidade de
produção, pelo desenvolvimento de variedades adaptadas com crescimento ereto, ciclo curto e
resistência a doenças. Além disso, os investimentos em pesquisas práticas de gestão e o uso
intensivo de tecnologias contribuem significativamente para esta relevância. (Long et al., 2014).
Outro país com destaque na produção de fava é o Peru. Na região de Ica, cultiva-se uma variedade
de fava de sementes grandes e brancas, conhecida como "pallar". Esta variedade, com baixa
quantidade de ácido cianídrico, é destinada principalmente à exportação (Vigil, 2009).
No Brasil, os estados do semiárido nordestino têm o feijão-fava como uma das principais
leguminosas (Nascimento et al., 2017). Entre os dez estados produtores de feijão-fava no país, oito
são nordestinos, e concentram cerca de 99% da produção nacional que corresponde a 12 mil
toneladas plantadas em uma área de 35 mil hectares, a Paraíba é o maior produtor, seguida do
Ceará, Pernambuco e Rio Grande do Norte. Alagoas é o sexto estado com maior produção, cerca
de 488 toneladas em uma área de 528 hectares, o que corresponde a 4% da produção nacional
(IBGE, 2022).
O feijão-fava pode ser plantado durante todo o ano, em áreas baixas e quentes. Na região
Nordeste do Brasil, predominam os plantios de sequeiro, com a semeadura, sendo realizada no
início do período chuvoso. Adaptado bem à má distribuição das chuvas da região. Desenvolvemse melhor em solo arenoargiloso, fértil, bem drenado, com pH entre 5,6 e 6,8, utilizando-se
espaçamento de 0,5 a 1,0 m entre fileiras, para as cultivares anãs e trepadoras, respectivamente, e
de 0,5 m entre covas. Plantam-se de 3 a 4 sementes por cova, permanecendo duas plantas após o
desbaste (Azevedo et al., 2003).
23

No geral o banco de germoplasma utilizado pelos agricultores do nordeste brasileiro é
originário de suas próprias colheitas e comercialização entre comunidades rurais. Esses são
genótipos cultivados há muito tempo, consideradas variedades crioulas, utilizadas principalmente
as de crescimento indeterminado (Carmo et al., 2015). Neste contexto, destaca-se particularmente
a necessidade de melhoramento genético para desenvolver variedades de feijão-fava para as
populações que as utilizam para subsistência. A produção agrícola enfrenta um aumento da procura
global de alimentos, devido tanto ao crescimento contínuo da população mundial como ao
aumento significativo do consumo per capita resultante do desenvolvimento económico dos países
(Henry, 2010).
2.7. Antracnose
A antracnose é uma importante doença comumente encontrada nas regiões produtoras de
frutas, que afeta a parte aérea das plantas, o que a classifica como importante doença de pré e póscolheita. Em condições climáticas favoráveis ao desenvolvimento da doença, temperatura elevada
e alta umidade, o controle torna-se difícil, e o problema agrava-se ainda mais, caso haja ocorrência
associada a outras doenças, como por exemplo a mancha bacteriana (Fischer et al., 2005).
A antracnose é uma doença causada por espécies do gênero Colletotrichum, apresentam
ampla distribuição geográfica e vasta gama de hospedeiros, sendo responsáveis pela redução de
rendimento econômico nas principais plantas de interesse agronômico. A disseminação desses
fungos é realizada pelo vento, água, animais e ferramentas. Nos frutos, os sintomas são
caracterizados por lesões necróticas deprimidas, geralmente de forma circular. No centro dessas
lesões, em condições ambientais favoráveis, surge uma massa mucilaginosa rosada contendo os
conídios, mesmo infectados os frutos não caem mantendo a doença em campo durante muito
tempo (Kimati et al, 2005).
Colletotrichum spp. pertence ao grupo dos fungos Anamórficos, classe Sordariomycetes,
ordem Incertae sedis e família Glomerellaceae (Dictionary of The Fungi, 2008). O micélio é
septado, os conídios são hialinos e unicelulares; e a reprodução é assexuada através de conídios
produzidos em acérvulos. (Putzke J.; Putzke M.; 2013). O gênero surgiu na Terra há 139 milhões
de anos, e encontrou condições ambientais adequadas para seu estabelecimento. A formação de
novas espécies dentro do gênero ocorreu há 54 milhões de anos e durou todo o Cenozóico (Kumar,
et al., 2017). Atualmente, um amplo estudo realizado com base em uma abordagem polifásica
24

determinou que existem 248 espécies atualmente aceitas, as quais estão distribuídas em 14 grupos
de complexos de espécies e 13 espécies únicas. (Jayawardena, et al., 2021).
As espécies de Colletotrichum podem exibir diferentes estratégias de infecção que variam
entre diferentes grupos. Podendo ser classificados como necrotróficos, hemibiotróficos, latentes
ou quiescentes e endofíticos. O estilo de vida hemibiotrofico é o mais prevalente (De Silva et al.,
2017). O ciclo de vida de um patógeno hemibiotrófico ocorre em vários estágios. Primeiro, formase um opressório, que penetra na célula usando uma combinação de força mecânica e degradação
enzimática. Hifas biotróficas bulbosas formam-se dentro da célula epidérmica e são circundadas
por uma membrana plasmática do hospedeiro intacta. Eventualmente, o fungo entra em uma fase
necrotrófica e diferencia hifas finas e de crescimento rápido que matam e destroem o tecido
hospedeiro, resultando nos sintomas da antracnose apresentada pelos hospedeiros (O'connell et al.,
2012).
2.8. Antracnose no feijão-fava: agente causal, sintomatologia e manejo
Colletotricum truncatum foi descrito pela primeira vez em associação com a antracnose do
feijão-fava nos Estados Unidos (Andrus E Moore, 1935). A ocorrência de C. truncatum
(Schwein.), agente causal da antracnose do feijão fava (Phaseolus lunatus L.), somente foi relatada
no Brasil em 1992, apresentando sintomas semelhantes a antracnose na cultura em Viçosa, no
Estado de Minas Gerais. Posteriormente, esse patógeno foi constatado em plantios no Nordeste do
Brasil. A antracnose, destaca-se entre as doenças fúngicas que tem prejudicado grandemente a
cultura do feijão-fava, causando grandes perdas na produção e qualidade de vagens e, assim,
prejudicando a comercialização (Damm et al. 2009).
Ao estudar a prevalência de espécies de Colletotricum no feijão-fava no nordeste brasileiro,
Cavalcante et al. (2019), identificou cinco espécies, sendo elas C. truncatum C. brevisporum, C.
lobatum, C. plurivorum e C. musicola. Sendo C. truncatum a mais prevalente em termos de
distribuição nos órgãos das plantas e áreas geográficas, mas também foi a mais virulenta no feijãofava de todas as espécies recuperadas sendo também comumente associada à antracnose em muitas
outras plantas da família Fabaceae, como soja, amendoim e feijão-caupi.
Colletitrichum. truncatum produz conídios falcados e corresponde ao principal agente causal
da antracnose no feijão-fava. Os sintomas da doença podem ser observados em toda parte aérea
da planta e nas sementes onde as lesões são pequenas e deprimidas, de coloração marrom-escura
ou até mesmo negra quando observadas nos cotilédones (Carvalho et al., 2010). Nas folhas a
25

antracnose causa manchas marrom avermelhadas na face adaxial ao longo das nervuras, seguidas
de necrose na superfície. Nas vagens, onde se formam os acérvulos do patógeno, com aspecto de
uma massa esbranquiçada, de onde saem numerosos acérvulos, o fungo causa lesões deprimidas,
grandes e avermelhadas. (Cavalcante et al., 2019). As sementes são importantes veículos de
disseminação de patógenos, podendo dar origem a epidemias em áreas agrícolas. Esses
microrganismos podem estar presentes na superfície, no interior ou associados às sementes,
manifestando-se sob diferentes formas de propagação, incluindo estruturas de resistência
características de fungos, bactérias, nematoides e vírus. (Santos et al. 2011).
A epidemiologia da antracnose causada por C. truncatum no feijão-fava está diretamente
ligada aos fatores climáticos, sendo a temperatura um fator relacionado ao ciclo de vida do
patógenos. O patógeno prospera em temperaturas moderadas a quentes, variando entre 20°C e
30°C. As temperaturas ideais facilitam a germinação dos conídios, a penetração no tecido
hospedeiro e a subsequente colonização. Os índices de precipitação são um determinante para a
severidade da antracnose em campo. O período chuvoso mantém a umidade das folhas trazendo
as condições ideais para germinação dos conídios nas superfícies das folhas, favorecendo o início
da infecção. A chuva também ajuda a disseminar o patógeno para plantas ainda não infectadas
(Gomes et al. 2023)
A falta de registro de fungicidas inviabiliza o uso do controle químico da antracnose no
feijão-fava (Nascimento et al., 2017). Uma alternativa mais sustentável para tratar a antracnose é
o uso de variedades resistentes e o uso de indutores de resistência. Em condições de campo
variedades de feijão-fava demonstraram apresentam níveis de resistência ao ataque de C.
truncatum (Carmo et al., 2015). No entanto, as variedades são do tipo crioula e apresentam
limitações para cultivos em áreas onde não estão adaptadas.
Uma alternativa à ausência de variedades resistentes é o uso da resistência sistêmica
induzida. O sistema de defesa natural das plantas pode ser ativado e potencializado por substâncias
indutoras, que promovem a ativação de enzimas relacionadas à defesa. A regulação dessas
enzimas, associadas à patogênese, permite que as plantas resistam ao ataque de patógenos e
mantenham a produtividade elevada. (Adrees et al., 2019) A aplicação de fosfito de potássio
demonstrou um bom nível de controle, induzindo significativamente a produção das enzimas de
defesa da planta, como peroxidase e fenilalanina amônia liase (Silva et al.,2015). O acibenzolarS-metil, manano-oligossacarídeo fosforilado, silicato de cálcio e magnésio, biomassa cítrica e
26

argila silicatada são alternativas para o controle da antracnose do feijão fava. Os efeitos variam de
acordo com as características da cultivar, dose aplicada e condições de cultivo (Gomes e
Nascimento, 2018).
Dessa forma, torna-se necessário analisar as alterações histopatológicas e histoquímicas na
interação entre C. truncatum e P. lunatus, a fim de compreender melhor os mecanismos de defesa
da planta, subsidiar a seleção de genótipos mais tolerantes e orientar estratégias para indução de
respostas defensivas.

27

3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Material vegetal
As sementes das variedades PLBP4, OVIC e G65 de feijão-fava foram obtidas do banco de
sementes da Clínica Fitossanitária do Campus de Engenharias e Ciências Agrárias da Universidade
Federal de Alagoas. As plantas foram cultivadas em manilhas e mantidas em campo aberto, de
onde foram coletadas folhas sadias. A seleção do material foliar foi realizada de acordo com o
estágio de desenvolvimento, sendo coletadas apenas folhas totalmente estendidas, que
posteriormente passaram por desinfecção em etanol 70% (Rojo-Báez et al., 2016).
3.2. Inoculação
A inoculação foi realizada utilizando dois isolados de C. truncatum (ICT12 e ICT16), obtidos
da coleção fúngica da Clínica Fitossanitária do Campus de Engenharias e Ciências Agrárias da
Universidade Federal de Alagoas. Os isolados foram previamente reativados em BDA (batatadextrose-ágar). A pureza dos cultivos conduzidos em placas de Perri (90x15mm) foi avaliada após
sete dias de crescimento, por meio da observação das características morfológicas dos esporos. As
suspensões de esporos foram preparadas pela adição de 20 mL de água destilada esterilizada às
placas, seguida da raspagem da superfície do meio com alça de Drigalski. Afim de determinar a
viabilidade dos conídios, uma gota de 50 μL de cada suspensão foi transferida para uma lâmina de
microscopia, a qual foi acondicionada em placa de Petri forrada com papel filtro umedecido, de
modo a manter câmara úmida. Para evitar o contato direto da lâmina com o papel, utilizou-se um
suporte plástico confeccionado com canudo plástico. Após 24 horas, procedeu-se à avaliação da
germinação dos conídios, a partir da observação da emissão de tubos germinativos e da formação
de apressórios.
Uma vez confirmada a viabilidade dos conídios, foi feita uma nova suspensão de esporos,
onde a concentração de esporos da suspensão foi determinada por contagem direta em câmara de
Neubauer e ajustada por diluição para a concentração de 1𝑥105 esporos/mL (Alfenas e Ferreira,
2007). Com auxílio de uma micropipeta foram depositados 10 µL da suspensão de esporos na face
adaxial das folhas previamente selecionadas e desinfectadas. Como controle utilizou-se folhas
inoculadas apenas com água destilada estéril. Todas as folhas foram colocadas em placas de petri
de vidro com papel filtro esterilizado e umedecido com água destilada para aumentar a umidade
relativa e mantidas em bancada, sob temperatura média de 25 °C, em condições de luminosidade
28

ambiente não controlada, caracterizadas por fotoperíodo natural durante 10 dias. Cada
experimento foi conduzido com uma variedade por vez, adotando-se o delineamento inteiramente
casualizado (DIC), em esquema fatorial 2 x 14, considerando dois isolados de C. truncatum e
quatorze tempos de coleta, com três repetições por tratamento.
3.3. Severidade da antracnose em P. lunatus
Com a finalidade de determinar a severidade da antracnose nas variedades PLBP4, G65,
OVIC, quando inoculadas com ambos os isolados de C. truncatum a área lesionada foi mensurada
no décimo dia após a inoculação, utilizando três folhas selecionadas aleatoriamente por
tratamento. As mensurações foram realizadas por meio de análise de imagens digitais, utilizando
o software ImageJ de acordo com a metodologia adaptada de Pride, Vallad e Agehara (2020),
permitindo a obtenção da área das lesões em centímetros quadrados. Os dados obtidos foram
submetidos à análise de variância (ANOVA), a fim de verificar a existência de diferenças
significativas entre os tratamentos. Quando constatada significância estatística, procedeu-se à
comparação das médias por meio do teste de agrupamento de Scott–Knott, adotando-se o nível de
5% de probabilidade, utilizando o software GENES. A representação gráfica dos resultados foi
realizada utilizando o software Python (Python Language Reference, version 3.X.).
3.4. Teste de impressão
O acompanhamento da formação das estruturas fúngicas na superfície foliar foi realizada
pelo teste de impressão utilizando esmalte incolor (Ludurana®). Uma fina camada de esmalte foi
cuidadosamente distribuída sobre a área de inoculação e, após a completa secagem, a película
formada foi removida e corada com azul de algodão 5% em lactofenol. Em seguida, o material foi
montado em lâmina com 100 µL de água destilada, recoberto com lamínula e analisado em
microscópio óptico (OLYMPUS CX31) (Marques e Soares, 2021).
3.5. Análises histológicas
A inoculação foi realizada em três pontos aleatórios previamente demarcados com caneta à
prova d’água (Figura 1A). A partir desses pontos, foram coletadas amostras de tecido nos tempos
de 2, 4, 6, 9, 12, 18, 24, 30, 36, 48, 72, 96, 120 e 148 horas após a inoculação (hai). Nos estágios
em que as lesões se encontravam bem desenvolvidas, foram coletados tanto tecidos lesionados
29

quanto áreas adjacentes ainda saudáveis, visando à visualização da zona de transição entre tecido
sadio e infectado (Figura 1B), seguindo a metodologia adaptada de Rojo-Báez (2016). As amostras
coletadas foram submersas em solução fixadora FAA (formaldeído 10%, ácido acético 5% e etanol
50–96%) por 24 horas. Em seguida, os tecidos foram submetidos a desidratação gradativa em série
alcoólica (70, 80, 96 e 100%).
Após a desidratação, os tecidos foram infiltrados em historesina nas proporções 1:1, 2:1 e
0:1 (v/v) de etanol/solução de infiltração (50 mL de resina básica e 0,5 g de ativador – Leica
Historesin® Heraeus Kulzer, Hanau, Germany) por duas horas cada etapa. Em seguida, as
amostras foram submetidas à solução de infiltração a 100% por 24 horas. Posteriormente, foram
transferidas para moldes plásticos para inclusão, utilizando-se uma mistura composta por 1 mL de
endurecedor e 15 mL da solução de infiltração. A polimerização foi realizada por 10 minutos à
temperatura ambiente, seguida de 10 minutos em estufa a 60 ºC
Os blocos de resina foram seccionados com 5 µm de espessura em micrótomo rotativo. As
secções foram montadas em lâminas de vidro e coradas com a dupla coloração de azul de algodão
5% em lactofenol (Macedo, 1997) por 20 minutos e safranina aquosa 1% por 10 segundos
(Marques, Soares & Appezzato-da-glória, 2013). Após cada uma das colorações, as lâminas
passaram por três lavagens de um minuto em água destilada. Em seguida, as lâminas histológicas
foram montadas em resina sintética Entellan® (Merck, Darmstadt, Alemanha) e observadas em
microscópio Opticam® modelo O400S acoplado com câmera.
Figura 1. Inoculação e amostragem em folhas de Phaseolus lunatus: (A) Pontos de inoculação
previamente demarcados com caneta à prova d’água. (B) áreas de coleta de tecidos, barra: 2 cm.

Fonte: Autor, 2026
30

3.6. Análises histoquímicas
As análises histoquímicas foram realizadas com material fresco obtido diretamente da área
de inoculação. Nas análises foram verificados a presença de fenólicos, flavonóides, terpenóides,
alcalóides, proteínas, lipídios e carboidrato (Johansen 1940; Dai et al. 1995; Mondolot et al. 2006;
David e Card 1964; Svendsen e Verpoorte 1983; Pearse 1968; Cortelazzo e Vidal 1991 e
Strasburger 1913). Os fragmentos de tecido vegetal foram seccionados manualmente, com o
auxílio de lâmina apropriada, visando à obtenção de cortes delgados e representativos das regiões
infectadas. Em seguida, os cortes foram submetidos a testes histoquímicos específicos, de acordo
com reagentes classicamente descritos na literatura. A solução de Lugol (Iodo, 1,0 g; iodeto de
potássio, 2,0 g e água destilada, até completar 100 mL.) foi empregada para a detecção de
carboidratos (Johansen, 1940), enquanto os lipídios totais foram evidenciados por meio da
coloração com Sudan Black B (Jensen, 1962). A presença de compostos fenólicos foi identificada
utilizando cloreto férrico, conforme metodologia descrita por Johansen (1940). Após a aplicação
dos reagentes, os cortes foram analisados em microscópio óptico (OLYMPUS CX31), permitindo
a visualização e o registro da distribuição dos compostos nos tecidos avaliados.

31

4. RESULTADOS
4.1 Severidade e sintomatologia da antracnose causada por C. truncatum em P. lunatus
No experimento de inoculação do isolados C. truncatum (ICT16 e ICT 12) em folhas
destacadas das variedades OVIC, G65 e PLBP4 de P. lunatus, o surgimento de sintomas aparentes
variou entre os isolados ICT12 e ICT16 e entre variedades OVIC, G65 e PLBP4. Nos tecidos
inoculados com o isolado ICT12, os sintomas iniciais manifestaram-se predominantemente como
leve clorose na área de inoculação (Figura 1A). Nas variedades OVIC e G65, o início do processo
clorótico foi observado, respectivamente, com 48 e 72 horas após a inoculação (hai), enquanto na
variedade PLBP4 os sintomas surgiram apenas aos 120 hai., e não foram observadas lesões
necróticas durante os períodos avaliados.
Nos tecidos inoculados com o isolado ICT16, nas variedades G65 e OVIC, os sintomas
aparentes surgiram mais precocemente, com 48 hai. Em contraste, na variedade PLBP4, os
sintomas surgiram mais tardiamente sendo observados apenas com 96 horas após a inoculação
(hai). Em todas as variedades os sintomas caracterizaram-se por macha necrótica com coloração
amarronzada circundada por uma área clorótica (Figura 1B).
Figura 2. Sintomas iniciais em tecidos foliares inoculados com isolados de Colletotrichum: (A)
isolado ICT12, com leve clorose na área de inoculação; (B) isolado ICT16, com manchas
necróticas circundadas por halo clorótico, barra: 2 cm

Fonte: Autor, 2026
32

Na avaliação de severidade realizada aos 10 dias após a inoculação, observou-se variação
significativa da antracnose entre os isolados e as variedades avaliadas. Para o isolado ICT12, a
menor severidade foi registrada na variedade G65, com área média de lesão de aproximadamente
0,4 cm², seguida da PLBP4, com cerca de 0,4 cm². Na variedade OVIC, esse isolado apresentou
maior agressividade, com área média de lesão próxima de 2,5 cm². Em relação ao isolado ICT16,
a severidade foi mais elevada nas variedades G65 e PLBP4, cujas áreas médias de lesão atingiram
aproximadamente 3,9 e 2,9 cm², respectivamente, enquanto na variedade OVIC observou-se menor
severidade, com área média de lesão em torno de 0,3 cm². (Figuras 2 e 3).
Figura 3. Aspecto das lesões de antracnose em folhas de Phaseolus lunatus inoculadas com
Colletotrichum truncatum, aos 10 dias após a inoculação. (A–C) Isolado ICT12 nas variedades
OVIC, G65 e PLBP4, respectivamente; (D–F) Isolado ICT16 nas variedades OVIC, G65 e PLBP4,
respectivamente, barra: 2 cm.

Fonte: Autor 2026

33

Figura 4. Valores médios de severidade das três variedades de feijão-fava 10 dias após a
inoculação com ambos os isolados de Colletotrichum truncatum. (A) variedade PLBP4; (B)
variedade G65; (C) variedade OVIC.

Fonte: Autor, 2026
4.2. Histopatologia dos tecidos de P. lunatus inoculados com isolado ICT12 de C. truncatum.
A germinação dos conídios foi observada em momentos distintos entre as variedades
avaliadas, ocorrendo às 6 horas após a inoculação (hai) nas variedades PLBP4 (Figura 4A) e G65
(Figura 4B), enquanto na variedade OVIC esse processo foi registrado de forma mais cedo, às 4
hai (Figura 4C). Em relação à formação de apressórios, verificou-se que esse evento ocorreu de
maneira mais tardia, apresentando variação temporal entre as variedades. Na variedade PLBP4, a
formação de apressórios foi observada às 20 hai (Figura 4D), ao passo que na variedade G65
ocorreu às 18 hai (Figura 4E). Já na variedade OVIC, os primeiros apressórios foram observados,
às 12 hai (Figura 4F), evidenciando diferenças no ritmo de desenvolvimento das estruturas de
infecção em função do genótipo do hospedeiro.

34

Figura 5. Germinação de conídios e formação de apressórios do isolado ICT12 em folhas das
variedades PLBP4 (A e D); G65 (B e E) e OVIC (C e F); (ap) apressório; (tg) tudo germinativo;
barra: 6 µm

Fonte: Autor, 2026
Na variedade OVIC, as análises histopatológicas revelaram que os primeiros sinais do
patógeno foram registrados as 24 hai, quando hifas passaram a ocupar células da epiderme (Figura
5A e B). Com 48 hai, observou-se degradação das células epidérmicas (Figura 5C) com 72 hai
iniciou-se a degradação do parênquima paliçádico, com reorganização dos cloroplastos em massas

35

(Figura 5D). Aos 120 hai, verificou-se avanço da degradação no parênquima, com presença de
amplos espaços intercelulares indicativas da degradação das paredes celular (Figura 5E).
Figura 6. Micrografias ópticas das folhas da Variedade OVIC inoculadas com o isolado ICT12:
(A e B) hifas intracelulares epidérmicas com 24 hai (ponta de seta); (C) degradação da epiderme
com 48 hai (asterisco preto); (D) degradação no mesofilo e cloroplasto agrupado 72 hai (asterisco
branco); (E) cloroplasto agrupado (asterisco branco), amplos espaços intercelulares indicativos da
degradação das paredes celular (seta preta); (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial; (eab) epiderme
abaxial; (pp) parênquima paliçádico; (pl) parênquima lacunoso (x) xilema. Barra: 100 µm

Fonte: Autor, 2026
36

Na variedade G65, a colonização iniciou-se no lúmen das células epidérmicas com 30 hai
(Figura 6A). Com 48 hai, observou-se a presença de hifas no parênquima e degradação das células
epidérmicas (Figura 6B). Com 72 hai, o patógeno alcançou a região da nervura central,
colonizando o espaço intercelular dos elementos de vaso do xilema, concomitantemente à
degradação do mesofilo (Figura 6C). Com 148 hai, ocorreu o agravamento da degradação e colapso
estrutural do mesofilo com cloroplastos agrupados em massas, com diferenças evidentes entre
áreas sadias e já degradadas (Figura 6D e E).
Figura 7. Micrografias ópticas das folhas da Variedade G65 inoculadas com o isolado ICT12: (A)
hifas intracelulares epidérmicas com 30 hai (ponta de seta); (B) hifas colonizando o mesofilo
(ponta de seta) e degradação da epiderme (asterisco preto) com 48 hai; (C) hifas intercelulares com
72 hai (seta branca); (D e E) presença de amplos espaços intercelulares (seta preta), cloroplasto
agrupado (asterisco branco), observa-se a área de transição da infecção com 148 hai; (c) cutícula;
(ead) epiderme adaxial; (eab) epiderme abaxial; (pp) parênquima paliçádico; (pl) parênquima
lacunoso (x) xilema; barra: 100 µm.

Fonte: Autor, 2026
37

As análises histopatológicas, na variedade PLBP4 foram observadas hifas colonizando as
células epidérmicas com 96 hai (Figura 7A, B e C), após 120 hai, hifas colonizaram o espaço
intercelular dos parênquimas paliçádico e lacunoso. Porém sem evidências de degradação celular
ao longo dos tempos de coleta (Figura 7D).
Figura 8. Micrografias ópticas das folhas da Variedade PLBP4 inoculadas com o isolado ICT12:
(A-C) hifas colonizando as células epidérmicas (ponta de seta) observadas a partir de 96 hai; (D)
hifas intercelulares (seta branca); (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial; (pp) parênquima paliçádico
com 120 hai; barra: 100 µm.

Fonte: Autor, 2026
As análises histoquímicas foram realizadas para verificar a presença ou alteração da
presença de compostos fenólicos, flavonóides, terpenóides, alcalóides, lipídios e carboidrato. De
todos os testes histoquímicos realizados detectou-se apenas a presença de compostos fenólicos. A
produção de compostos fenólicos após a infecção com C. truncatum foi observado nas três
38

variedades inoculadas com o isolado ICT12. Na variedade OVIC, observou-se compostos
fenólicos com 6 hai, seguida por redução progressiva ao longo do processo infeccioso (Figura 8A
e B). Na variedade G65, os compostos fenólicos foram detectados a partir de 9 hai e se mantiveram
durante todo o período de coleta (Figura 8B e C). Já na variedade PLBP4, a detecção ocorreu a
partir de 4 hai, com diminuição gradual nas avaliações subsequentes (Figura 8E e F).
Figura 9. Detecção histoquímica de compostos fenólicos nas três variedades de Phaseolus lunatus
inoculadas com o isolado ICT12 de Colletotrichum truncatum: (A e B) variedade OVIC,
observou-se compostos fenólicos com 6 hai, seguida por redução progressiva; (C e D) variedade
G65, compostos fenólicos foram detectados a partir de 9 hai; (E e F) variedade PLBP4, compostos
fenólicos a partir de 4 hai, com diminuição gradual nas avaliações subsequentes; barra: 100 µm.

Fonte: Autor, 2026
39

4.3. Histopatologia dos tecidos de P. lunatus inoculados com isolado ICT16 de C. truncatum.
A germinação dos conídios ocorreu às 6 hai nas variedades PLBP4 (Figura 2A) e G65 (Figura
2B), enquanto na variedade OVIC foi observada às 4 hai (Figura 2C). A formação de apressórios
apresentou comportamento semelhante entre as variedades, sendo registrada às 9 hai em todos os
casos (Figura 2D, E e F).
Figura 10. Germinação de conídios e formação de apressórios do isolado ICT16 em folhas das
variedades PLBP4: Variedades OVIC (A e D); variedade G65 (B e E) e variedade PLBP4(C e F);
(ap) opressório; (tg) tudo germinativo; barra: 6 µm.

Fonte: Autor, 2026
40

As análises histopatológicas evidenciaram diferenças na progressão da infecção entre as
variedades, porém o isolado ICT16 colonizou as respectivas variedades de forma semelhante. Na
variedade OVIC, a infecção iniciou-se com a presença de hifas subcuticulares aos 24 hai, com
cloroplastos em massas no parênquima paliçádico (Figura 10A). Aos 96 hai, observou-se a
formação de massas compactas de hifas, que deram origem aos acérvulos nos períodos
subsequentes (Figura 10B). Com 120 hai, os acérvulos encontravam-se plenamente desenvolvidos,
associados ao rompimento da cutícula e à degradação generalizada dos tecidos foliares (Figura
10C).
Figura 11. Micrografias ópticas das folhas da Variedade OVIC inoculadas com o isolado ICT16:
(A) hifas subcuticulares intramurais (ponta de seta), e massas de cloroplastos (asterisco branco)
observados a parti de 24 hai; (B) massa compacta de hifas (asterisco preto) que deu origem aos
acérvulos (ac); (C) presença de amplos espaços intercelulares (seta preta) e acérvulos observados
a partir de 120 hai; (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial; (pp) parênquima paliçádico; (pp)
parênquima lacunoso; barra: 100 µm.

Fonte: Autor, 2026
41

Na variedade G65, os primeiros sinais do patógeno foram registrados as 24 hai com a
presença de hifas subcuticulares (Figura 11A). Com 48 hai, verificou-se degradação da epiderme
e do mesófilo, acompanhada pela condensação dos cloroplastos em massas (Figura 11B). A partir
de 72 hai, a degradação tecidual intensificou-se, com espessamento dos elementos de vaso nos
feixes vasculares (Figura 11C) quando comparado as coletas anteriores, e aos 96 hai foi observada
a formação de acérvulos associados à degradação extensa dos tecidos foliares (Figura 11D).
Figura 12. Micrografias ópticas das folhas da Variedade G65 inoculadas com o isolado ICT16:
(A) hifas subcutículares intramurais (ponta de seta) observadas a parti de 24 hai; (B) degradação
das células epidérmica (asterisco preto), presença de amplos espaços intercelulares (seta preta),
cloroplasto agrupado nos tecidos degradados (asterisco branco); (C) espessura da parede dos
elementos de vaso em coletas anteriores a 72 hai (D) espessamento dos elementos de vaso (seta
branca) com 72 hai; (E) formação de acérvulos (ac) 96 hai; (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial;
(pp) parênquima paliçádico; (x) xilema barra: 100 µm.

C

x

x

Fonte: Autor, 2026
42

Na variedade PLBP4, hifas subcuticulares foram detectadas a partir de 18 hai (Figura 12A e
B), e as 96 hai observou-se degeneração das células epidérmicas e do mesofilo, acompanhada pela
condensação dos cloroplastos em massas coincidindo com o aparecimento das lesões visíveis
(Figura 12C e D).
Figura 13. Micrografias ópticas das folhas da variedade PLBP4 inoculadas com o isolado ICT16:
(A e B) hifas subcutículares intramurais (ponta de seta) observadas a parti de 18 hai; (C e D)
degradação das células epidérmica (asterisco preto), presença de amplos espaços intercelulares
(seta preta) indicando degradação das paredes celulares e condensação dos cloroplastos em massas
(asterisco branco) observado 96 hai; (c) cutícula; (ead) epiderme adaxial; (pp) parênquima
paliçádico; (pl) parênquima lacunoso; barra: 100 µm.

*

Fonte: Autor, 2026
No teste histoquímicos, os tecidos colonizados pelo isolado ICT16 revelaram a presença
de compostos fenólicos nas três variedades. Seguindo o padrão onde na variedade OVIC,
43

observou-se compostos fenólicos com 6 hai, seguida por redução progressiva ao longo do processo
infeccioso (Figura 13A e B). Na variedade G65, os compostos fenólicos foram detectados a partir
de 9 hai e se mantiveram durante todo o período de coleta (Figura 13B e C). Já na variedade
PLBP4, a detecção ocorreu a partir de 4 hai, com diminuição gradual nas avaliações subsequentes
(Figura 13E e F).
Figura 14. Detecção histoquímica de compostos fenólicos nas três variedades de Phaseolus
lunatus inoculadas com o isolado ICT12 de Colletotrichum truncatum: (A e B) variedade OVIC,
observou-se compostos fenólicos com 6 hai, seguida por redução progressiva; (C e D) variedade
G65, compostos fenólicos foram detectados a partir de 9 hai; (E e F) variedade PLBP4, compostos
fenólicos a partir de 4 hai, com diminuição gradual nas avaliações subsequentes, barra: 100 µm.

Fonte: Autor, 2026
44

5. DISCUSSÃO
A interação entre espécies do gênero Colletotrichum e seus hospedeiros vegetais é
caracterizada por elevada complexidade, envolvendo variações nos eventos iniciais de infecção,
nas estratégias de colonização e na ativação das respostas de defesa da planta. A compreensão dos
processos de patogênese, especialmente em nível histológico e temporal, é fundamental para
elucidar os mecanismos que determinam a severidade da doença e o sucesso do patógeno em
diferentes genótipos do hospedeiro. As avalições histológicas do comportamento infeccioso de
dois isolados de Colletotrichum em distintas variedades contribuíram para uma visão da dinâmica
patógeno–hospedeiro,

evidenciando

isolados

com

comportamentos

necrotróficos

e

hemibiotróficos. Identificando variedades com resposta diferencial de acordo com estilo de vida
do isolado. Evidenciando uma complexa interação e desafio para o melhoramento genético para
resistência a antracnose em P. lunatus.
De modo geral os padrões temporais da germinação dos esporos e consequentemente a
emissão do tubo germinativo apresentado por ambos os isolados nas variedades analisadas, segue
o que é comumente observado em outras espécies do gênero Colletotrichum. Os esporos
germinaram nas primeiras horas após a inoculação antes da diferenciação dos apressórios.
(Diéguez-Uribeondo et al., 2005; Rojo-Báez et al., 2016). Indicando que a composição da cutícula
da folha das variedades não tem efeito no processo de germinação do esporo e formação do tubo
germinativo.
No entanto, os isolados apresentaram diferenças na cronologia de formação dos
apressórios. O isolado ICT12 exibiu maior variabilidade temporal associada a maior severidade da
antracnose. Nas variedades quando a germinação aconteceu mais cedo os sintomas foram mais
acentuados. Em contraste o isolado ICT16 demonstrou maior regularidade, sem variações no
tempo de formação dessas estruturas mesmo quando inoculado nas deferentes variedades. Estudos
com outras espécies de Colletotrichum atribuem essas diferenças no tempo de formação dos
apressórios à variabilidade genética intrínseca dos isolados (Chethana et al., 2021), à influência de
sinais químicos do hospedeiro, como o etileno (Ren et al., 2022), além de fatores externos, como
umidade e temperatura, que modulam diretamente o tempo requerido para essa diferenciação
(Wang & Kerns, 2017). Esses estudos também estabelecem uma relação direta entre a rapidez de
formação dos apressórios e o aumento da severidade da doença.
45

O isolado ICT12 apresentou estratégia de colonização diferente quando comparado com o
ICT16. Com estratégia de colonização hemibiotrófico, o isolado ICT 12 inicialmente formou hifas
primárias delgadas que colonizaram o lúmen das células epidérmicas sem causar a lise celular, até
este ponto as folhas de todas as variedades permaneceram assintomáticas. Estratégias de
colonização inicial semelhante já foram descritas para C. truncatum causando infecção em lentilha
(Lens culinaris), fava (Vicia faba) (Latunde-Dada & Lucas, 2007) e em ervilha (Pisum sativum)
(Rojo-Báez et al., 2016).
Embora o isolado ICT12 tenha apresentado padrão inicial de colonização semelhante entre
as variedades analisadas, a progressão da infecção diferiu entre elas. Na variedade PLBP4, o
patógeno permaneceu restrito ao espaço intercelular do mesófilo, sem induzir degradação tecidual
ou evidências histológicas de transição para a fase necrótica; ainda assim, aos 10 dias após a
inoculação, observaram-se pequenas lesões necróticas. Nas demais variedades (OVIC e G65), a
colonização evoluiu para a fase necrotrófica, inicialmente caracterizada pela degradação das
células epidérmicas e, posteriormente, do mesófilo foliar, associada à formação de hifas
secundárias mais espessas. A transição para a fase necrótica, em outros patossistemas envolvendo
C. truncatum, tem sido relacionada ao desenvolvimento dessas hifas secundárias, que diferem
morfologicamente das hifas primárias e são responsáveis pela degradação dos tecidos do
hospedeiro (Bhadauria et al., 2011).
O isolado ICT16 apresentou estratégia de colonização marcada pela presença inicial de
hifas subcuticulares que causam a degradação das células epidérmicas e posteriormente do
mesófilo foliar, sendo esse o processo infeccioso observado nas três variedades analisadas. A
colonização subcuticular apresentada por esse isolado pode ser observado em outros patossitemas
envolvendo espécies do gênero Colletotrichum. Na interação C. acutatum causando antracnose no
morango (Fragaria ananassa), o patógeno invade a cutícula apresentando uma fase biotrófica. No
entanto, a estratégia foi descrita como necrotrofia subcuticular-intramural. Sendo considerada uma
variação do processo necrotrófico, pois o patógeno invade a cutícula e causa a morte das células
sem que ocorra penetração celular (Cury et al., 2002).
O isolado ICT16 completou seu ciclo de vida em duas das variedades G65 e OVIC,
evidenciado pela formação de acérvulos contendo conídios viáveis, os quais funcionam como fonte
de inóculo para novas infecções (Ranathunge et al., 2012). Em estágios avançados da infecção,
46

observou-se a produção de acérvulos em ambas as faces da folha, mesmo tendo a inoculação sido
realizada exclusivamente na face adaxial. Esse resultado indica a ampla capacidade de colonização
do isolado nessas variedades, com progressão tecidual suficiente para atravessar o limbo foliar e
estabelecer estruturas reprodutivas em múltiplas regiões do órgão.
Um aspecto relevante observado durante o avanço da infecção por ambos os isolados nas
variedades avaliadas foi a aparente concentração de cloroplastos em regiões adjacentes ao sítio de
infecção, associada à degradação progressiva dos tecidos foliares. Em outros patossistemas, como
na interação entre Phytophthora infestans e Nicotiana benthamiana, esse reposicionamento tem
sido interpretado como uma resposta ativa da planta, envolvendo o acúmulo de cloroplastos ao
redor das estruturas de penetração do patógeno, possivelmente relacionado à produção localizada
de espécies reativas de oxigênio (ROS) e à sinalização de defesa (Savage et al., 2021). No entanto,
nos resultados aqui obtidos, não se pode descartar que a proximidade entre os cloroplastos seja, ao
menos em parte, consequência da degradação celular, com perda de turgidez e desorganização
estrutural dos tecidos. Essa interpretação é reforçada pelo fato de que o aparente agrupamento
ocorre concomitantemente ao início da degradação do mesófilo foliar, sugerindo que o fenômeno
esteja mais associado ao colapso tecidual induzido pelo patógeno do que a um reposicionamento
ativo relacionado à defesa.
O espessamento das paredes dos vasos do xilema observado na variedade G65, a partir de
72 hai após inoculação com o isolado ICT16, pode ser interpretado como uma resposta estrutural
de defesa do hospedeiro. Embora não tenha sido constatada colonização direta do xilema por C.
truncatum, o reforço das paredes vasculares está associado à deposição de lignina, um polímero
fenólico sintetizada e depositada pelas células do parênquima xilemático nas paredes dos
elementos de vaso. Esse processo resulta no espessamento das paredes e constitui um mecanismo
amplamente descrito na contenção de patógenos. O reforço da parede atua principalmente na
limitação do movimento lateral do patógeno e na proteção das células adjacentes ao tecido
vascular. Esse fenômeno pode ocorrer tanto em plantas suscetíveis quanto resistentes; no entanto,
em genótipos suscetíveis tende a ocorrer de forma mais tardia, enquanto em plantas resistentes a
deposição de lignina ocorre mais precocemente. (Kashyap et al. 2021).
A ausência de evidências histológicas de hifas nos vasos xilemáticos de P. lunatus durante
o processo infeccioso por C. truncatum sugere que o espessamento observado na variedade G65
47

não está diretamente associado à tentativa de bloquear a colonização vascular. No entanto,
considerando as limitações metodológicas, não se pode descartar completamente a ocorrência da
colonização dos elementos de vaso. Nesse contexto, o espessamento pode refletir uma resposta
sistêmica induzida pela progressão da infecção nos tecidos foliares. O reforço estrutural pode estar
relacionado à ativação generalizada de vias defensivas, especialmente aquelas associadas ao
metabolismo de compostos fenólicos, interpretação reforçada pela presença contínua desses
compostos na variedade G65 a partir de 9 horas após a inoculação.
A acumulação de compostos fenólicos observada nos tecidos das três variedades nas
primeiras horas após a inoculação de ambos os isolados constituem um indicativo importante da
ativação das respostas de defesa do hospedeiro. Os compostos do metabolismo secundário
constituem um dos principais mecanismos de defesa das plantas frente a estresses bióticos e
abióticos. Entre esses compostos, os fenólicos representam o principal grupo envolvido na defesa
contra patógenos. Os compostos fenólicos atuam tanto por sua atividade antimicrobiana, tornando
os tecidos vegetais um ambiente desfavorável à sobrevivência do patógeno, quanto pela indução
da síntese de lignina e polímeros lignificados, que aumentam a rigidez e a resistência mecânica da
parede celular, dificultando a colonização dos tecidos (Khanday et al., 2024).
Nas variedades PLBP4 e OVIC, observou-se redução progressiva dos compostos fenólicos
ao longo do processo infectivo, enquanto na variedade G65 esses compostos permaneceram
detectáveis durante todo o período avaliado a partir de 9 hai. Embora a presença de fenólicos não
tenha sido suficiente para impedir o avanço da infecção de nenhum dos isolados de C. truncatum
(ICT12 e ICT16). A presença de compostos fenólicos aconteceu mais precocemente nas variedades
PLBP4 e OVIC inoculadas com o isolado ICT16. Os compostos provavelmente contribuíram para
o retardamento dos estágios iniciais da colonização fúngica, uma vez que os primeiros sintomas
visuais nessas variedades foram observados apenas a partir de 96 hai.
Em contraste, na variedade G65, na qual os sintomas evidentes surgiram já com 48 hai, a
manutenção dos compostos fenólicos ao longo de todas as coletas não se refletiu em maior
contenção do patógeno. Esse padrão sugere que, nesse genótipo, os fenólicos detectados podem
não estar atuando predominantemente como barreiras químicas ativas, mas sim associados a
processos de transformação metabólica subsequentes à necrose tecidual. Fenômeno semelhante foi
descrito no patossistema Colletotrichum capsici e Capsicum annuum. No patossistema relatado, a
48

redução ou manutenção dos teores de fenólicos após a inoculação foi relacionada à polimerização
oxidativa desses compostos em melanina em tecidos necróticos ou à sua incorporação à lignina
durante a degradação celular, refletindo um balanço dinâmico entre a resposta defensiva inicial da
planta e a capacidade do patógeno de modular ou redirecionar o metabolismo fenólico ao longo da
infecção (Anand et al., 2009).

49

6. CONCLUSÃO
A interação entre C. truncatum e P. lunatus é marcada por elevada complexidade,
dependente da combinação entre isolado e genótipo do hospedeiro, refletindo-se em diferenças nos
eventos iniciais de infecção, nas estratégias de colonização e na ativação das respostas de defesa.
Os isolados ICT12 e ICT16 apresentaram padrões infecciosos distintos, respectivamente
hemibiotrófico e necrotrófico subcuticular, com variações na dinâmica de colonização entre as
variedades. As respostas histoquímicas indicaram ativação precoce de mecanismos de defesa,
porém com eficiência variável, evidenciando que sua presença não se traduz necessariamente em
resistência efetiva. Dessa forma, a progressão da antracnose não é determinada isoladamente pela
agressividade do isolado ou pela resistência do hospedeiro, mas pela interação entre modificações
estruturais, processos bioquímicos e a plasticidade infecciosa do patógeno, que regulam o
estabelecimento e a progressão da infecção.

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