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                    UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PROTEÇÃO DE PLANTAS

ANDERSON RODRIGUES SABINO

Utilização de Nematoides Entomopatogênicos (Nematoda: Rhabditida) e Inseticidas
Botânicos Visando ao Controle de Adultos de Rhynchophorus palmarum L., 1764
(Coleoptera: Curculionidae)

Rio Largo, AL
2014

ANDERSON RODRIGUES SABINO

Utilização de Nematoides Entomopatogênicos (Nematoda: Rhabditida) e Inseticidas
Botânicos Visando ao Controle de Adultos de Rhynchophorus palmarum L., 1764
(Coleoptera: Curculionidae)

Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Proteção de Plantas, do
Centro
de
Ciências
Agrárias,
da
Universidade Federal de Alagoas, como
parte dos requisitos para obtenção do título
de Mestre em Proteção de Plantas.

Orientadora: Prof.ª Dr.ª Adriana Guimarães
Duarte
Coorientador: Dr.
Negrisoli Junior

Aldomario

Santo

Coorientadora: Dr.ª Roseane Cristina Prédes
Trindade

Rio Largo, AL
2014

ANDERSON RODRIGUES SABINO

UTILIZAÇÃO DE NEMATOIDES ENTOMOPATOGÊNICOS (NEMATODA:
RHABDITIDA) E INSETICIDAS BOTÂNICOS VISANDO AO CONTROLE DE
ADULTOS DE Rhynchophorus palmarum L., 1764 (COLEOPTERA:
CURCULIONIDAE)

Dissertação submetida à banca
avaliadora como requisito para
conclusão do curso de Mestrado em
Proteção de Plantas.

____________________________________________________________________________
Prof.ª Dr.ª Adriana Guimarães Duarte – Centro de Ciências Agrárias - UFAL
Orientadora

BANCA EXAMINADORA:

____________________________________________________________________________
Prof. Dr. Edmilson Santos Silva – UFAL Campus Arapiraca
Avaliador Interno
____________________________________________________________________________
Prof.ª Dr.ª Vanessa Andaló Mendes de Carvalho - Instituto de Ciências Agrárias - UFU
Avaliadora Externa

Rio Largo, AL
2014

Aos meus pais Amaro José Sabino e Maria do
Carmo Rodrigues Sabino pela dedicação e por
proporcionar a mim e a meus irmãos condições
para que alcançássemos nossos objetivos.

Dedico

AGRADECIMENTOS
Primeiramente a Deus por me conceder saúde e capacidade para que eu possa lutar e
conquistar meus objetivos.
Aos meus orientadores Drª. Adriana Guimarães Duarte, Dr. Aldomario Santo
Negrisoli Junior e Drª. Rosenae Cristina Prédes Trindade pelos ensinamentos, apoio e
confiança.
Aos meus familiares Adilson Rodrigues Sabino, Andressa Rodrigues Sabino, Jaciele
Santa de Melo e Maria Cícera de Melo pela união, apoio e convivío.
À minha namorada Anilde da Graça Sousa Maciel pelo amor, companherismo nos
momentos bons e ruins e pelo grande auxílio neste trabalho.
Ao meu irmão Paulo Eduardo Pontes Lessa pela grande amizade e por tudo que
vivemos até hoje.
Aos meus amigos-irmãos Renato Nunes do Nascimento e Jefferson Moura Leal pelos
conselhos, companhia nas viagens, as aventuras e risadas.
Às minhas amigas Sylveneide Farias, Werlânya Farias e Roberta Caetano pela
amizade e mensagens de carinho enviadas.
À equipe de trabalho que me ajudou muito nessa pesquisa Samara dos Santos, Janaina
Ferreira da Silva, Hully Monayse Alencar de Lima, Alexandre Guimarães Duarte, Josemildo
Verçosa de Araújo, Ana Paula e Hugo Leoncio Paiva. Principalmente a Samara e Janaina que
apesar dos momentos de estresse, podemos costruir uma verdadeira amizade o que nos fez
dividir inúmeros momentos inusitados e felizes.
Aos colegas de turma Andrezo dos Santos, Jean Criador, Emerson dos Santos,
António Plácido, Jesemildo Verçosa, Lucas Menezes, Anilde Maciel, Simone Costa, Daniela
dos Santos, Mércia Duarte, Janaina Feitosa, Lourdes Regina e Rosangela Lima.
Novamente a Profª. Adriana que juntamente com o Profº. Ivanildo acreditaram em
mim quando ainda era graduando, por ter me iniciado na cultua do coqueiro, por acreditar em

minhas ideias e ouvir minhas sugestões. Sobretudo pela amizade, carinho e por sempre tentar
me ajudar.
Mais uma vez ao Dr. Aldomario por não só aceitar me orientar, mas por ter acreditado
em meu projeto e não medir esforços para que os objetivos fossem alcançados.
À secretaria de agricultura de Feliz Deserto – AL em especial ao Secretário Emmanuel
Lessa e o funcionário Maciel por todo apoio e parceria nas coletas dos insetos.
Ao Centro de Ciências Agrárias, mais precisamente aos, na época, Diretor: Paulo
Vanderlei Ferreira e Vice-Diretor: Gaus Silvestre de Andrade Lima pela permissão para fazer
o mestrado.
À Embrapa por permitir que eu utilizasse suas estruturas no desenvolvimento deste
trabalho.
A todos os professores do Programa de Pós Graduação em Proteção de Plantas.
A todos, meu MUITO OBRIGADO!

RESUMO

Apesar de promissor, são raros trabalhos que utilizam nematoides e inseticidas botânicos para
o controle de Rhynchophorus palmarum. Diante disso, avaliou-se o potencial dos inseticidas
naturais e de alguns isolados de Steinernema e Heterorhabditis, bem como a compatibilidade
com óleo de nim e eficiência da mistura no controle de adultos da broca-do-olho-do-coqueiro.
Todos os isolados de NEPs foram patogênicos a esta praga destacando-se os
heterorhabditideos. O nematoide Heterorhabditis sp. AL43 destacou-se por causar maior taxa
de mortalidade em adultos de R. palmarum. Apenas o inseticida à base de óleo de nim
mostrou-se eficiente, causando, na concentração de 5% mortalidade superior a 90% em
adultos de R. palmarum. Os entomopatógenos do gênero Heterorhabditis foram compatíveis
com o óleo de nim em todas as concentrações testadas. Já o NEP Steinernema glaseri RS38
mostrou-se compatível com o óleo de nim a 1%, mas mostrou sensibilidade quando exposto
as concentrações 2, 3 e 4%. A mistura (nim 4% + 500 JI/ mL) destacou-se por provocar
mortalidade em 70%, seguida da mistura (nim 3% + 1000 JI/ mL) que causou 60% de
mortalidade nos insetos testados. Sendo assim, a utilização de nematoide entomopatogênico e
óleo de nim mostrou ser uma estratégia com potencialidade para ser usada no controle
integrado desta praga.

Palavras-chave:
Heterorhabditis.

Broca-do-olho-do-coqueiro.

Controle.

Óleo de nim.

Steinernema.

ABSTRACT

Although promising, there are few studies that use nematodes and botanical insecticides for
the control of Rhynchophorus palmarum. Thus, this study evaluated the potential of natural
pesticides and some isolates of Steinernema and Heterorhabditis, as well as compatibility
with neem oil and efficiency of the mix to control the palm weevil. All EPNs isolates were
pathogenic to this pest, mainly the heterorhabtids strains. The nematode Heterorhabditis sp.
AL43 caused the higher mortality rate in adults of R. palmarum. Only the insecticide based on
neem oil was efficient, specifically in the concentration of 5% it was greater than 90% adult
mortality of R. palmarum. Entomopathogenic nematodes of the genus Heterorhabditis were
compatible with neem oil at all concentrations tested. The strain Steinernema glaseri RS38
was compatible with neem oil 1%, despite have shown sensitivity when exposed to
concentrations 2, 3 and 4%. The mix (4% neem + 500 IJs / mL) provoked 70% of insect
mortality by, then the mixture (3% neem +1000 IJs / mL) caused 60% of insect mortality.
Thus, the use of entomopathogenic nematodes and neem oil in mixture could be a potential
strategy to be used in the integrated control of this pest.

Keywords: Palm weevil. Control. Neem oil. Steinernema. Heterorhabditis.

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 1 - Armadilha tipo balde e captura de Rhynchophorus palmarum. A – Armadilha
pronta para ser instalada. B – Armadilha instalada. C – Insetos capturados. ......... 35
Figura 2 - Etapas da produção in vivo de juvenis infectantes. A – Suspensão de nematoides.
B – Inoculação em Galleria mellonella. C – Lagartas com sintomas de
mortalidade por nematoides entomopatogênicos. D – Disposição das lagartas
mortas em armadilha de White. E – Vertendo-se a suspensão em saco zip-lock
contendo esponjas. F – Armazenamento de juvenis infectantes em esponjas. ....... 37
Figura 3 - Etapas da montagem do bioensaio. A – Suspensão de juvenis infectantes. B –
Determinação da concentração. C – Deposição da suspensão no pulverizador. D
– Aplicação da suspensão. E – Adição de cana-de-açúcar ..................................... 38
Figura 4 - Avaliação de confirmação de mortalidade por nematoides entomopatogênicos. A
– Insetos mortos na placa de seis células. B – Utilização de estereoscópio. C –
Sintomas e sinas da morte por Steinernema glaseri RS38. D – Sintomas e sinas
da morte por Heterorhabditis sp ............................................................................. 39
Figura 5 - Inseticidas botânicos utilizados............................................................................... 40
Figura 6 - Montagem do bioensaio e avaliação de mortalidade por inseticidas botânicos. A
– Deposição da solução no pulverizador. B – Aplicação da solução. C – Insetos
mortos...................................................................................................................... 41
Figura 7 - Montagem do bioensaio. A – Adição da solução de óleo de nim. B – Adição da
suspensão de Nematoides Entomopatogênicos. C – Disposição da suspensão e da
solução nos tubos de fundo chato. .......................................................................... 43
Figura 8 - Teste de infectividade e preparo das armadilhas de White para o teste de
produção de Nematoides Entomopatogênicos. A – Infectividade de Galleria
mellonella em diferentes tratamentos. B – Disposição das lagartas mortas por
nematoides entomopatogênicos em armadilha de White ........................................ 44
Figura 9 - Mortalidade de adultos de Rhynchophorus palmarum causada por isolados de
nematoides entomopatogênicos em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70
± 10% e foto fase de 12h). ...................................................................................... 46
Figura 10 - Sintomatologia (coloração da hemolinfa) de adultos de R. palmarum mortos
por nematoides entomopatogênicos em comparação ao morto por outra causa ... 49
Figura 11 - Presença de juvenil infectivo parasitando ovo de Rhynchophorus palmarum ..... 50

Figura 12 - Ensaio com inseticidas botânicos na mortalidade de adultos de Rhynchophorus
palmarum em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase de 12h). ........ 51
Figura 13 - Eficiência e interação da mistura (2000 JIs + Nim 1%) no controle de adultos
de Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70
± 10% e foto fase de 12h) ..................................................................................... 59
Figura 14 - Eficiência e interação da mistura (1500 JIs + Nim 2%) no controle de adultos
de Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70
± 10% e foto fase de 12h). .................................................................................... 59
Figura 15 - Eficiência e interação da mistura (1000 JIs + Nim 3%) no controle de adultos
de Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70
± 10% e foto fase de 12h). .................................................................................... 60
Figura 16 - Eficiência e interação da mistura de (500 JIs + Nim 4%) no controle de adultos
de Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70
± 10% e foto fase de 12h) ..................................................................................... 60
Figura 17 - Mortalidade total de adultos de Rhynchophorus palmarum causada pela mistura
e verificação da mortalidade por nematoide entomopatogênico, em condições
de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase de 12h)............................... 61

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Identificação e procedência dos isolados de nematoides entomopatogênicos. ....... 36
Tabela 2 - Análise de Probit para determinação das concentrações letais (CL50, CL70,
CL90,) dos isolados de nematoides Steinernema glaseri RS38, Heterorhabditis
sp. AL39, Heterorhabditis sp. AL43, Heterorhabditis sp. AL44,
Heterorhabditis sp. AL47 .................................................................................... 50
Tabela 3 - Análise de Probit para determinação das concentrações letais (CL50 e CL90,) do
inseticida natural Óleo de Neem Puro® em condições de laboratório (25 ± 1ºC;
U.R. 70 ± 10% e foto fase de 12h) ...................................................................... 53
Tabela 4 - Efeito da associação entre óleo de nim e Steinernema glaseri RS38. .................... 54
Tabela 5 - Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL39 ..................... 56
Tabela 6 - Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL43 ..................... 56
Tabela 7 - Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL44 ..................... 57
Tabela 8 - Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL47 ..................... 57
Tabela 9 - Análise de Probit para determinação dos tempos letais (TL50 e TL70,) dos
isolados ................................................................................................................. 62

SUMÁRIO
1

INTRODUÇÃO........................................................................................................... 13

2

REVISÃO DE LITERATURA .................................................................................. 17

2.1

Coqueiro (Cocos nucifera L.) ....................................................................................... 17

2.1.1 Importância econômica ................................................................................................. 17
2.1.2 Principais pragas ........................................................................................................... 19
2.2

Broca-do-Olho-do-Coqueiro......................................................................................... 20

2.2.1 Origem e distribuição ................................................................................................... 20
2.2.2 Hospedeiros .................................................................................................................. 20
2.2.3

Biologia........................................................................................................................ 21

2.2.4 Danos causados por Rhynchophorus palmarum ........................................................... 22
2.2.5 Controle ........................................................................................................................ 22
2.3

Nematoides Entomopatogênicos (NEPs) ..................................................................... 23

2.3.1 Biologia e comportamento ............................................................................................ 24
2.3.2 Relação NEPs x bactérias simbiontes ........................................................................... 26
2.3.3 Relação com o sistema imunológico do inseto ............................................................. 27
2.3.4 Compatibilidade com produtos fitossanitários ............................................................. 27
2.3.5 Utilização dos Nematoides Entomopatogênicos no controle biológico ....................... 29
2.4

Inseticidas Botânicos .................................................................................................... 30

2.4.1 Rotenona ....................................................................................................................... 31
2.4.2 Extrato pirolenhoso ....................................................................................................... 32
2.4.3 Óleo de nim................................................................................................................... 33
3

MATERIAL E MÉTODOS ....................................................................................... 35

3.1

Obtenção de Rhynchophorus palmarum e manutenção em laboratório. ...................... 35

3.2

Origem e Multiplicação dos Nematoides Entomopatogênicos. .................................... 36

3.3

Seleção de Isolados e Determinação da Concentração Letal de Nematoides
Entomopatogênicos no Controle de Rhynchophorus palmarum. ........................ 37

3.4

Seleção de Inseticidas Botânicos no Controle de Adultos de Rhynchophorus
palmarum. ........................................................................................................... 39

3.4.1 Ensaios com inseticidas botânicos. ............................................................................... 39
3.4.2 Ensaios com óleo de nim. ............................................................................................. 40
3.5

Teste de Compatibilidade de NEPs com Óleo de Nim. ................................................ 41

3.6

Eficiência da Mistura Contendo Nematoides Entomopatogênicos e Óleo de Nim no
Controle de Rhynchophorus palmarum, em Laboratório. ................................... 44

4

RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................ 46

4.1

Seleção de Isolados de Nematoides Entomopatogênicos no Controle de
Rhynchophorus palmarum. ................................................................................. 46

4.2

Seleção de Inseticidas Botânicos no Controle de Adultos de Rhynchophorus
palmarum. ........................................................................................................... 51

4.3

Teste de Compatibilidade de Nematoides Entomopatogênicos com Óleo de Nim. ..... 53

4.4

Eficiência da Mistura Contendo Nematoides Entomopatogênicos e Óleo de Nim no
Controle de Rhynchophorus palmarum, em Laboratório. ................................... 58

5

CONCLUSÕES ........................................................................................................... 64

REFERÊNCIAS ..................................................................................................................... 65

13

1

INTRODUÇÃO
O coqueiro (Cocos nucifera L), originário do Sudeste Asiático e pertencente à família

Arecaceae, é uma das frutíferas mais difundidas no globo terrestre, ocorrendo em
praticamente todos os continentes. Em virtude desta dispersão e adaptabilidade, seu cultivo e
utilização dão-se de forma expressiva em todo o mundo, com os mais variados produtos, tanto
de forma in natura quanto industrializada (MARTINS; JESUS JÚNIOR, 2011). Raiz, estipe,
inflorescência, folhas e palmito geram diversos subprodutos ou derivados de interesse
econômico (COSTA et al., 2005).
O Brasil possui 259.737 ha cultivados com coqueiro, em todo território nacional, com
produção 1.954.354 toneladas de frutos. A região Nordeste destaca-se com 208.977 ha
plantados e produção de 1.345.962 toneladas. Alagoas apresenta 6.218 ha plantados,
produzindo 29.287 toneladas (IBGE 2012).
Apesar dos avanços na produção de coco no Brasil, ainda existem vários fatores
limitantes à produção da cultura. Dentre estes, os artrópodes pragas representam limites à
cultura, respondendo de maneira significativa pelo depauperamento geral do coqueiro e
também pela redução da produtividade, visto que grande parte do coqueiral brasileiro é
cultivado por pequenos produtores sem acesso à tecnologia e a recursos financeiros,
aumentando ainda mais a precariedade no manejo dessas enfermidades (MOURA; VILELA,
1998).
Esta

situação

é

agravada

pela

ocorrência

da

broca-do-olho-do-coqueiro

Rhynchophorus palmarum L. 1764 (Coleoptera: Curculionidae) (FERREIRA; ARAÚJO;
SARRO, 2002). Os danos à cultura são causados pelas larvas, que destroem o broto apical,
construindo galerias no estipe, e pelos adultos que agem como transmissores do nematoide
Bursaphelenchus cocophilus (Cobb, 1919) Baujard, 1989 (Nematoda: Tylenchida), causador
da doença conhecida por anel-vermelho-do-coqueiro. O ataque severo desta praga, quando
concentrado na copa da palmeira, causa queda das folhas verdes e da copa, levando
geralmente a planta à morte (FERREIRA; MICHEREFF FILHO, 2002; FERREIRA; LINS,
2006). Descobriu-se também uma estreita relação entre R. palmarum e a resinose do coqueiro,
outra doença bastante severa para a cultura, causada pelo fungo Thielaviopsis paradoxa [(De

14

Seynes) Hölh (Chalara paradoxa; teliomorfo Ceratocystis paradoxa)] (PARRA et al., 2003;
WARWICK; TALAMINI, 2009).
Os adultos de R. palmarum são besouros de coloração preto-fosca, que medem entre
3,5 e 6,0 cm, e apresentam um rostro alongado, com cerca de 1 cm de comprimento, sendo
que o dos machos apresenta uma série de pelos em forma de escova na região dorsal,
diferenciando assim do das fêmeas, que é liso. As larvas são brancas, com cabeça castanhoescura, recurvadas e chegam a medir 7,5 cm de comprimento ao final do seu
desenvolvimento. As pupas são amareladas e permanecem abrigadas no interior de um casulo
de 8 a 10 cm de comprimento, construído pela larva com as fibras do coqueiro (HOWARD,
2001; GALLO et al., 2002; FERREIRA; ARAÚJO; SARRO, 2002).
O aumento das populações de R. palmarum é favorecida pelos hábitos crípticos de
suas larvas, pois seu crescimento ocorre dentro de galerias formadas no interior da planta
protegendo-os de possíveis inimigos naturais. Este comportamento críptico é um grande
empecilho físico para o sucesso de bactérias e fungos no controle biológico, uma vez que
estes organismos não têm estruturas adequadas ou comportamentos de busca para colonizar os
insetos dentro do estipe. Por sua vez o comportamento dos nematoides entomopatogênicos
(NEPs) permite a busca e localização desta praga. Esses atributos tornam estes inimigos
naturais, uma promissora alternativa para ser usada no controle de R. palmarum (GAUGLER;
CAMPBELL, 1991).
Uma alternativa para o controle dessa praga seria o uso de NEPs das famílias
Steinernematidae e Heterorhabditidae (ALVES, 1998). Esses agentes são encontrados no solo,
em diversas regiões do globo, e após penetrarem no hospedeiro pelas aberturas naturais,
liberam uma bactéria entomopatogênica que carregam em seu trato digestório, causando
septicemia no inseto entre 24 a 48 horas (FERRAZ, 1998; HOMINICK, 2002).
Dentre as principais vantagens apresentadas pelos NEPs, está o fato de que apresentam
a maior resistência a produtos fitossanitários que outros entomopatógenos, possibilitando sua
utilização em programas de Manejo Integrado de Pragas (MIP); podem apresentar ação
sinergística com outros agentes entomopatogênicos; apresentam boa capacidade de adaptação
a novos ambientes; algumas espécies podem movimentar-se no ambiente, buscando pelo

15

hospedeiro; podem reproduzir-se por partenogênese e são inócuos às plantas e outros animais,
inclusive ao homem (FERRAZ, 1998; SHAPIRO-ILAN et al., 2006; LEWIS et al., 2006).
Os NEPs vêm sendo estudados como alternativa de controle de diversos
curculionídeos como: Anthonomus grandis Boheman, 1843 (CABANILLAS, 2002), Hylobius
abietis L., 1758 (GIRLING et al., 2010), Diaprepes abbreviatus L., 1758 (SHAPIRO-ILAN
et al.; 2010), Rhyncophorus

ferrugineus Olivier, 1790 (DEMBILIO et al., 2010) e R.

palmarum (ALMEIDA et al., 2005), entre outros.
No MIP, em estratégias envolvendo o uso de NEPs e produtos fitossanitários é
importante conhecer o grau em que estes nematoides podem ser afetados pelos produtos
(GORDON; CHIPPETT; TILLEY, 1996). Assim, o uso conjunto de produtos fitossanitários
de origem botânica e dos NEPs pode ser uma forma promissora utilizada no MIP da broca-doolho-do-coqueiro que deve ser investigada.
O controle de R. palmarum tem sido basicamente o cultural, o mecânico, o químico ou
o biológico, existindo a possibilidade de monitoramento e controle de adultos utilizando
armadilhas com feromônios sexuais sintetizados. Portanto, uma alternativa promissora seria a
utilização de inseticidas botânicos.
Há um número muito grande de plantas cuja atividade inseticida tem sido estudada. As
plantas das famílias Meliaceae, Rutaceae, Asteraceae, Annonaceae, Labiatae e Canellaceae
são consideradas as mais promissoras (JACOBSON, 1989). Os princípios ativos dos
inseticidas botânicos são compostos resultantes de substâncias secundárias da planta sendo
acumulados em pequenas proporções nos tecidos vegetais (VENDRAMIM, 2004). Tais
substâncias podem ser úteis para síntese de inseticidas mais eficientes, menos tóxicos e menos
persistentes no meio ambiente (SAITO; LUCHINI, 1998).
Uma das alternativas que surge em substituição ou complementação ao uso de
defensivos químicos no controle das pragas é o uso de extratos naturais de plantas que sejam
específicos, biodegradáveis, de fácil aquisição e de custo relativamente baixo, quando
comparado aos inseticidas convencionais. Os extratos de plantas com potencial inseticida têm

16

sido utilizados em sistemas de produção em que não é permitido o uso de agrotóxicos, como
na produção orgânica e em alguns sistemas de agricultura familiar (SILVA et al., 2011).
Existem vários inseticidas botânicos para os quais podem ser encontrados produtos
comerciais como: óleo de nim, piretrina, rotenona, sabadilha, rianoides, nicotina, óleo de
citros, piperinas, dialil-disulfito e eucaliptol. Há também os que não possuem produtos
comerciais desenvolvidos, entre eles: α-tomatina, manipueira, sabão de extratos vegetais, óleo
de soja, cumarina e flavanoides (MOREIRA et al., 2005).
Os efeitos dos inseticidas botânicos sobre os insetos são variáveis podendo ser tóxico,
repelente, causar esterilidade, modificar o comportamento, o desenvolvimento ou reduzir a
alimentação (ARNASON; PHILOGÈNE; MORAND, 1990; BELL; SIMMONDS, 1990).
Diante do exposto, objetivou-se com este trabalho verificar a eficiência dos NEPs e
dos inseticidas botânicos em adultos de R. palmarum, bem como verificar se existe
compatibilidade destes NEPs com o inseticida botânico e se a aplicação conjunta, em mistura,
é eficiente.

17

2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1

Coqueiro (Cocos nucifera L.)

2.1.1 Importância econômica
O coqueiro é uma Arecaceae originária das ilhas de clima tropical e subtropical do
Oceano Pacífico, tendo o Sudeste Asiático como sua principal referência de centro de origem
e diversidade, tendo em vista que seu cultivo se estendeu também na América Latina, Caribe e
África Tropical. O coqueiro encontra-se em mais de 200 países diferentes, sendo encontrado
em grandes plantios entre os paralelos 23°N e 23°S (FOALE; HARRIES, 2009).
No Brasil, o coqueiro foi introduzido pelos portugueses em 1553, no Estado da Bahia,
com material proveniente da Ilha de Cabo Verde. A introdução do coqueiro no Brasil e sua
adaptação aos solos arenosos da costa brasileira permitiu o surgimento de uma classe
produtora, ocupando um ecossistema com poucas possibilidades de outras explorações
comerciais, cuja cadeia produtiva é muito diversificada e de grande significado social
(SIQUEIRA; ARAGÃO; TUPINAMBÁ, 2002).
O coqueiro é considerado uma das 20 mais importantes espécies de plantas cultivadas.
Seu principal produto é o fruto, o coco, do qual se extraem o óleo, a água e a polpa para o
consumo humano, sendo que a fibra também apresenta valor comercial cada vez maior e é
usada para a confecção de esteiras, cordas e produtos similares (HOWARD, 2001).
Em termos de importância econômica e social, a cultura do coco assume posição
importante como atividade geradora de emprego e renda, empregando mão-de-obra durante
todo o ano, e permitindo o consórcio com outras culturas, tais como cultivos de subsistência, e
principalmente a criação de animais, contribuindo assim, para a fixação do homem no campo
(CUENCA, 1998).
O aproveitamento industrial do fruto do coqueiro dá-se mediante o processamento do
endosperma sólido ou albúmen submetido à secagem (copra) ou fresco, este último mais
utilizado no Brasil, sendo destinados à fabricação de produtos tais como, o leite de coco e o
coco ralado, empregados na indústria alimentícia de doces, bolos, bombons, chocolates, etc.,

18

ou utilizado “in natura” na culinária. Um tipo de processamento é a extração e envasamento
da água-de-coco (endosperma líquido) mediante a aplicação de tecnologias de processamento
e conservação. Não bastasse o considerável grau de diversificação da indústria de
beneficiamento das partes comestíveis do fruto, surge na lista de produtos oriundos do
coqueiro, e apresentando crescente demanda no mercado internacional, a fibra de coco
proveniente do mesocarpo do fruto, que dá origem a uma série de bens como tapetes,
enchimentos para bancos de automóveis, pó para substrato agrícola, etc (CUENCA, 1998).
Além da aplicação industrial existente para o fruto, há uma série de aplicações para as
diversas partes do coqueiro, tais como o uso no artesanato e em construções do tronco
(estipe), folhas, raízes, etc. Toda essa gama de aplicações de seus produtos e subprodutos
confere à cultura do coqueiro uma elevada importância econômica, fazendo com que a
agroindústria do coco se firme cada vez mais no contexto nacional, haja vista a expansão das
áreas cultivadas que já extrapolaram os limites da região Nordeste, alcançando as regiões
Norte, Centro-Oeste e Sudeste (CUENCA, 1998).
O gênero Cocos é constituído apenas pela espécie C. nucifera L., a qual é composta de
algumas variedades, entre as quais as mais importantes são: Typica (Var. Gigante) e Nana
(Var. Anã). Os híbridos de coqueiro mais utilizados são resultantes dos cruzamentos entre
essas variedades (SIQUEIRA; ARAGÃO; TUPINAMBÁ, 2002).
A variedade Typica Nar., conhecida como coqueiro gigante é, predominantemente de
polinização cruzada devido as flores masculinas se formarem antes das flores femininas. As
plantas têm estipe, com circunferência média de 84 centímetros e atinge, em média, altura de
18 metros. As folhas são compridas, com comprimento médio de 5,5 metros. O florescimento
é tardio, ocorrendo normalmente entre seis e oito anos após o plantio. A produção de flores é
contínua. Os frutos variam de tamanho, de médio a grande. A copra dessa variedade é de boa
qualidade. As plantas são tolerantes a diversos tipos de solos e de climas. Sob condições
favoráveis, o período de produção econômica é de cerca de 60 anos (SIQUEIRA; ARAGÃO;
TUPINAMBÁ, 2002).
A variedade Anã apresenta desenvolvimento vegetativo lento, é precoce, iniciando a
produção em média com dois a três anos após o plantio. Chega a atingir 10 a 12 m de altura e

19

tem vida útil em torno de 30 a 40 anos. Apresenta estipe delgado, folhas curtas, produz um
grande número de pequenos frutos (150 a 200 frutos/planta/ano), é mais sensível ao ataque de
pragas, como ácaro, e doenças foliares. Em geral, apresenta maiores exigências de clima e
solo do que a variedade Gigante (SIQUEIRA; ARAGÃO; TUPINAMBÁ, 2002).
O coqueiro híbrido intervarietal anão x gigante, é uma cultivar de ampla utilidade
comercial, podendo ser empregada para produções de água de coco e de fibras, e
principalmente, para produção de polpa ou albúmen sólido. A grande dificuldade a curto e
médio prazo, é a baixa disponibilidade de sementes híbridas no mercado, para implantação de
extensas áreas com essa variedade (SIQUEIRA; ARAGÃO; TUPINAMBÁ, 2002).
Ressalta-se que, cerca de 90% da produção de coco do mundo, advêm de pequenos
agricultores, com áreas de até 5 hectares, sendo que esta produção é praticamente consumida
internamente nos países produtores. Situação que no Brasil se repete com cerca de 70% da
exploração de coqueiro com propriedades de até 10 ha (SIQUEIRA; ARAGÃO;
TUPINAMBÁ, 2002). Portanto, os produtores não aplicam tecnologias relacionadas à
irrigação, controle fitossanitário e adubação, o que justifica a atual baixa produtividade,
estimada

em

30

frutos/planta/ano

(FONTES;

RIBEIRO;

FERNANDES,

2003;

WANDERLEY; LOPES, 2009; IBGE, 2012).
2.1.2 Principais pragas
A incidência de pragas e de doenças nos coqueirais brasileiro constitui um problema
limitante a essa exploração, respondendo, de maneira significativa, pelo depauperamento
geral da cultura e também pela baixa produtividade (FERREIRA; WARWICK; SIQUEIRA,
1998). Kurian; Sathiamma; Pillai (1979) listaram 547 insetos e ácaros atacando coqueiro em
diversos países produtores.
A ação nociva das pragas pode ser observada desde a implantação da cultura,
ocasionando grande número de replantas, atraso no desenvolvimento vegetativo e
consequente retardamento no início de produção, agravando-se à medida que a planta entra
em produção e atinge a fase adulta. Nesta fase, é intensa a ação das coleobrocas, cujas larvas,
ao se alimentarem dos tecidos interno da planta, podem ocasionar tanto sua perda total como

20

afetar diretamente a produção, reduzindo-a drasticamente ou até anulando-a (FERREIRA;
WARWICK; SIQUEIRA, 1998).
As coleobrocas (Coleoptera: Curculionidae), Rhinostomus barbirostris (Fabricius,
1775), Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1764), Homalinotus coriaceus (Gyllenhal,
1836), Amerrhinus ynca (Sahlberg, 1823), a lagarta desfolhadora Brassolis sophorae
(Linnaeus, 1758) (Lepidoptera: Nymphalidae) e o ácaro Aceria guerreronis (Keifer, 1965)
(Acari: Eriophyidae) são as pragas mais prejudiciais à cultura do coqueiro no Brasil,
provocando perdas significativas na produção (FERREIRA; WARWICK; SIQUEIRA, 1998).
2.2

Broca-do-Olho-do-Coqueiro

2.2.1 Origem e distribuição
A broca-do-olho-do-coqueiro tem origem americana, ocorrendo desde a Argentina até
a Califórnia, incluindo as Antilhas (BONDAR, 1940), sendo conhecida como praga do
coqueiro e do dendezeiro no Brasil já no século XVI. Sua ocorrência tem sido constatada nos
estados do Amazonas, Pará, Maranhão, Paraíba, Pernambuco, Bahia, Minas Gerais, Rio de
Janeiro, São Paulo, Paraná, Rio Grande do Sul, Rio Grande do Norte, Sergipe (FERREIRA;
ARAÚJO; SARRO, 2002), Alagoas (DUARTE et al., 2003) e Mato Grosso do Sul
(SÁNCHEZ-SOTO; NAKANO, 2002).
Além do Brasil, México, Caribe, Costa Rica, Cuba, El Salvador, Guatemala,
Honduras, Nicaragua, Panamá, Porto Rico, Trinidad e Tobago, Belize, Dominica, Grenada,
Guadalupe, Martinique, São Vicente, Argentina, Bolívia, Colômbia, Equador, Guiana
Francesa, Guiana, Paraguai, Peru, Suriname, Uruguai e Venezuela já relataram a presença da
broca-do-olho-do-coqueiro (OEPP, 2005).
2.2.2 Hospedeiros
Além do coqueiro, R. palmarum pode ainda utilizar como planta hospedeira, ou fonte
de alimento, a cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.), a banana (Musa spp. L.) o dendê
(Elaeis guineenses Jacq.), o mamão (Carica papaya L.), o abacaxi (Ananas comosus L.),

21

dentre outras plantas cultivadas, levando a perdas e danos consideráveis às respectivas
plantações (NAVARRO et al., 2002).
Relatos indicam a ocorrência do gênero Rhynchophorus em várias palmeiras,
distribuídas por quase toda a região tropical do planeta. As espécies mais comuns em coqueiro
são: R. palmarum e R. cruentatus (Fabricius, 1775), no continente americano; R. phoenicis
(Fabricius, 1801), no continente africano; R. ferrugineus (Olivier, 1790) e R. vulneratus
(Panzer, 1798), no Sudeste da Ásia; R. ferrugineus, no Oriente Médio; e R. bilineatus
(Montrouzier, 1857), nas Ilhas do Pacífico (Oceania) (FERREIRA, 2002).
2.2.3 Biologia
O adulto é um besouro de coloração preta de 45 a 60 mm de comprimento, de rostro
desenvolvido, com 10 a 12 mm de comprimento e recurvado, os élitros são curtos, não
cobrem a extremidade do abdome e têm 9 sulcos longitudinais. O dimorfismo sexual é
percebido pela presença de pelos rígidos no lado dorsal do rostro do macho, as fêmeas não
possuem esses pelos. As fêmeas efetuam a postura em incisões na base do ráquis, pondo, cada
fêmea, de 5 a 6 ovos por dia, perfazendo um total de até 250 ovos durante sua vida. Após 2 ou
3 dias, as larvas, que completamente desenvolvidas atingem cerca de 70 mm de comprimento,
eclodem e começam, pelo hábito da alimentação, a abrir galerias nos tecidos das plantas,
principalmente na gema apical, no pecíolo das folhas novas e no estipe mole (GALLO et al.,
2002).
A duração do ciclo de vida do R. palmarum vai depender do tipo de fonte alimentar.
Sánchez et al. (1993), utilizando estipe do coqueiro como fonte de alimento, verificaram que
as larvas podem passar por seis a 10 ínstares ao longo de um período de 52 dias. Após esse
período, as larvas se abrigam dentro do casulo, onde vão permanecer durante a fase de prépupa (4 a 17 dias) e a fase de pupa (8 a 23 dias). Após a emergência, os adultos ainda
permanecem dentro do casulo por aproximadamente sete dias. Os machos podem viver, em
média, 44 dias e as fêmeas, 40 dias.
Esse inseto adulto tem hábito diurno, principalmente nas horas com temperaturas mais
amenas, sendo capaz de se deslocar 1,6 km por dia (HAGLEY,1965). Sobre a dinâmica diária

22

é conhecido que há um pico de atividade de voo pela manhã e um à tarde. Os adultos são mais
ativos entre 7 e 11 horas e 17 e 19 horas (HAGLEY, 1965; SÁNCHEZ et al, 1993). Durante
as horas de maior calor (12:00 a 16:00), não é comum ver os insetos voando. Além disso,
percebe-se uma diminuição acentuada na atividade durante dias chuvosos.
2.2.4 Danos causados por Rhynchophorus palmarum
O R. palmarum é dentre os curculionídeos que atacam o coqueiro o mais severo, pois
além da capacidade de localizar sua planta hospedeira a longas distâncias através do olfato,
causa perdas na plantação pelas sua alimentação e, principalmente por ser o principal vetor,
na transmissão do nematoide Bursaphelenchus cocophilus, agente causal da doença letal
conhecida como anel-vermelho (FERREIRA, 2002) e possível vetor da resinose do coqueiro,
cujo agente etiológico é o fungo Thielaviopsis paradoxa, cujo teleomorfo é Ceratocystis
paradoxa (Dade) C. (COSTA e CARVALHO et al., 2011)
Os odores da fermentação produzidos pelas plantas infestadas ou estressadas, devido
aos ferimentos durante a colheita e os tratos culturais, atraem insetos adultos de R. palmarum
que se alimentam, copulam e ovipositam nas cicatrizes recém abertas (DUARTE et al., 2003).
As larvas da broca-do-olho-do-coqueiro penetram pela gema apical das arecáceas e entre as
folhas em formação, danificando-as e, consequentemente, destruindo-as (GALLO et al.,
2002). Segundo Griffith (1968), 30 larvas são suficientes para causar a morte de uma planta
adulta. Em plantas jovens, é possível que um número menor de larvas provoque o mesmo
efeito (SÁNCHEZ; CERDA, 1993).
2.2.5 Controle
Visando diminuir os danos causados a cultura, recomenda-se, atualmente, como forma
de controle a instalação de armadilhas contendo pedaços de cana-de-açúcar, como material
atrativo, associados ao feromônio de agregação Rincoforol (rhynchophorol) (FERREIRA,
2002). Armadilhas com iscas vegetais impregnadas com inseticidas são alternativas para atrair
e eliminar os adultos da broca-do-olho (FONTES; RIBEIRO; FERNANDES, 2003).

23

Na Índia, a espécie R. ferrugineus é controlada por um vírus que ataca todos os
estádios do inseto (GOPINADHAN; MOHANDAS; NAIR, 1990). Em Nova Britânia, a
espécie R. bilineatus apresenta um nematoide como agente regulador (BEDFORD, 1974). No
Brasil, a espécie R. palmarum é parasitada pelos dípteros taquinídeos Parabillaea
rhynchophorae Blanchard, 1937, Paratheresia brasiliensis Towsend, 1917 e Paratheresia
menezesi Towsend (MOURA; VILELA 1991).
Fungos entomopatogênicos também são considerados eficientes reguladores de um
grande número de pragas. Mendonça (2007), com testes em laboratório comprovou a ação
patogênica de Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. sobre adultos de R. palmarum. A propagação
da infecção deste patógeno na plantação pode ser viabilizada utilizando-se o próprio adulto
como transmissor (FERREIRA; LIMA, 1996).
Assim, apesar de haver uma série de táticas de controle para essa praga, ainda não
existe uma que seja eficiente, econômica e ecologicamente viável (NEGRISOLI JR. et al.,
2011). Na inexistência de inseticida registrado para o controle da broca-do-olho-do-coqueiro
junto ao Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (AGROFIT, 2014), o controle
biológico e o uso de produtos naturais apresentam-se como alternativas promissoras e
elaboração de ações conjuntas visando o MIP.
2.3 Nematoides Entomopatogênicos (NEPs)
Nematoides são vermes cilíndricos não segmentados que pertencem ao Filo Nematoda
e estão entre os organismos mais abundantes do planeta (DOLINSKI, 2006). Esses animais
apresentam aparentemente uma simplicidade morfológica, no entanto, escondem uma ampla
variedade de estruturas especializadas presentes em sua anatomia, como por exemplo, os
aparelhos bucais e as ornamentações da cutícula. Essa diversidade dentro do filo está
intimamente relacionada às características biológicas e ecológicas (DE LEY, 2006).
As espécies de nematoides associadas a insetos encontram-se distribuídas em
diferentes famílias, quatro delas com maior importância no que diz respeito à exploração
econômica

para

controle:

Mermithidae,

Heterorhabditidae (POPIEL; HOMINICK, 1992).

Sphaerulariidae,

Steinernematidae

e

24

As famílias Heterorhabdidtidae e Steinernematidae compreendem os nematoides
entomopatogênicos que possuem diversas espécies, classificadas nos gêneros Heterorhabditis,
Steinernema e Neosteinernema onde muitas delas são bastante estudadas e exploradas
comercialmente no controle biológico de insetos-praga (ALMENARA et al., 2012).
Em termos de distribuição geográfica, os NEPs são cosmopolitas, havendo exemplos
da recuperação de NEPs em solos de seis diferentes biomas mundiais (Neoártico, Neotropical,
Paleoártico, Etíope, Oriental e Australiano) (LAWRENCE; HOY; GREWAL, 2006). A
prospecção de NEPs no solo normalmente é realizada através da utilização de larvas do
lepidóptero Galleria mellonella (Linnaeus, 1758) (Lepidoptera: Pyralidae) como isca. As
larvas são expostas à amostra de solo e monitoradas quanto à infecção. Dados gerais apontam
para uma maior abundância de steinernematídeos em regiões temperadas e heterorhabditídeos
em solos tropicais e subtropicais (POPIEL; HOMINICK, 1992; LAWRENCE; HOY;
GREWAL, 2006).
2.3.1 Biologia e comportamento
O ciclo de vida dos NEPs inclui três fases de desenvolvimento: ovo, juvenil e adulto
(machos e fêmeas), sendo a fase juvenil composta de quatro estádios (J1, J2, J3 ou Juvenil
Infectante (JI) e J4) (DOLINSKI, 2006). O JI, único ínstar adaptado a sobreviver fora do
hospedeiro, possui duas cutículas superpostas e seus orifícios naturais (boca e ânus)
encontram-se fechados, de forma a evitar dessecação e conferir maior tempo de sobrevivência
no solo (ALMENARA, et al., 2012). Quando no solo, o JI consegue encontrar o hospedeiro
através de órgãos quimiotáteis, chamados anfídeos, existentes na parte anterior do corpo,
assim, penetrando pelas suas aberturas corporais naturais (boca, espiráculos e poros anal e
genital), ou pela sua cutícula, alcançando a hemocele. Alguns NEPs possuem a habilidade em
penetrar a cutícula do hospedeiro através de um dente quitinoso localizado frontalmente em
sua extremidade anterior (KAYA; GAUGLER, 1993; DOLINSKI, 2006; ALMENARA, et
al., 2012).
Quanto ao comportamento de procura de hospedeiro, os JIs são classificados em três
categorias: emboscadores, cruzadores e intermediários (LEWIS, 2002). As espécies
emboscadoras se posicionam de forma a interceptar um inseto que se movimente próximo

25

(ALMENARA et al., 2012). Para isso, os JIs apoiam-se sobre a cauda, levantam-se, saltam e
circulam a procura do hospedeiro. O que os tornam adaptados para infectar hospedeiros que
se movimentam sob a superfície do solo (KONDO; ISHIBASHI, 1986). Já as espécies
cruzadoras movem-se ativamente à procura do hospedeiro, localizando-os pelos produtos de
excreção, níveis de CO2 e gradientes de temperatura (DOLINSKI, 2006). Dessa forma, de
acordo com a estratégia adotada, aumenta-se a probabilidade de encontro e reconhecimento
do hospedeiro susceptível (SCHROEDER; BEAVERS, 1987; CAMPBELL; KAYA, 2002,
ALMENARA et al., 2012). Os JIs de comportamento intermediário apresentam características
de cruzadores e emboscadores, de acordo com a proximidade do hospedeiro (DOLINSKI,
2006).
No hospedeiro, os nematoides alimentam-se e desenvolvem-se em adultos maduros
sexualmente. Havendo machos e fêmeas no mesmo cadáver, ocorre a cópula. Inicialmente, os
ovos fertilizados são postos e, mais tarde, alguns são retidos no interior do abdômen da fêmea
até a eclosão dos J1, quando rompem a parede do corpo da mãe e atingem também o inseto,
aonde vão se alimentar. Alguns J1 vão mudar para o estádio J2 e, mais tarde, vão se
transformar em JI, retendo a cutícula do estádio anterior. Outros J1 vão completar o ciclo de
desenvolvimento, passando por J2, J3, J4 e adultos de segunda geração, que são menores que
os de primeira geração. Estes adultos copulam e novos ovos e juvenis são liberados. Quando
os recursos alimentares se esgotam, estes ciclos de reprodução cessam e os JIs migram para o
ambiente, onde permanecem até encontrarem outro inseto e reiniciar o ciclo (KAYA;
GAUGLER, 1993; KAYA; BEDDING; AKHURST, 1993; ALMENARA et al., 2012).
O ciclo de vida de Heterorhabditis spp. é similar ao de Steinernema spp., porém os
adultos da primeira geração são hermafroditas e a progênie destes hermafroditas é
composta de machos e fêmeas (ADAMS; NGUYEN, 2002). O aumento na densidade
populacional de nematoides no cadáver somado às condições limitantes de nutrientes levam
ao desenvolvimento das formas resistentes, os JIs. Estes emergem do cadáver e penetram no
solo carregando a bactéria em seu intestino, prontos para infectar um novo hospedeiro
(POINAR, 1990; STUART; GAUGLER; GEORGIS, 1996).

26

De acordo com Downes (1996) e Lewis (2002) os NEPs são capazes de se dispersar
por curtas e longas distâncias à procura de microambiente adequado e hospedeiro susceptível,
que são atraídos pelos seus materiais fecais e gradientes térmicos.
2.3.2 Relação NEPs x bactérias simbiontes
Nematoides entomopatogênicos apresentam um tipo de simbiose bastante específica:
os gêneros Heterorhabditis e Steinernema são colonizados, exclusivamente, por bactérias dos
gêneros Photorhabdus e Xenorhabdus, respectivamente. Uma vez dentro do hospedeiro, os
NEPs liberam suas bactérias causando septicemia, levando a morte do inseto dentro de 24 a
72h pós-infecção (DOWDS; PETERS, 2002).
As bactérias simbiontes Xenorhabdus spp. e Photorhabdus spp. pertencem à família
Enterobacteriaceae, são anaeróbicas facultativas, gram-negativas e estão presentes na parte
anterior do intestino dos NEPs da família Heterorhabditidae ou contidas em uma vesícula no
intestino dos NEPs da família Steinernematidae (AKHURST, 1980; CHICHE; ENSIGN,
2003).
Uma espécie de Heterorhabditis apresenta como bactéria simbionte sempre e somente
uma única linhagem daquela espécie de Photorhabdus. Já no caso de Steinernema, sua
especificidade com bactérias do gênero Xenorhabdus é menor onde, diferentes espécies de
nematoide podem apresentar a mesma espécie de bactéria simbionte (FORST; CLARKE,
2002).
A relação entre a bactéria e o nematoide é simbiótica porque a bactéria faz a
bioconversão do tecido do hospedeiro como fonte de alimento para o nematoide, além de a
própria biomassa bacteriana lhe servir de alimento. Além disso, essas bactérias produzem
compostos com amplo espectro de atividade biológica: antibióticos, antifúngicos,
bacteriocinas, proteases, lipases e lipopolissacarídeos. A presença destes compostos impede a
colonização do cadáver do inseto por outras espécies bacterianas existentes no ambiente
(DOLINSKI, 2006; BODE et al., 2009). Por outro lado, o nematoide fornece abrigo à
bactéria, uma vez que ela não é encontrada sozinha na natureza (WOODRING; KAYA,
1988). As bactérias entomopatogênicas possuem um extenso repertório de genes envolvidos

27

na produção de toxinas e metabólitos secundários. Acredita-se que estas moléculas sejam
responsáveis por garantir tanto o processo de patogenicidade para o inseto quanto o
reconhecimento pelo nematoide e a manutenção da simbiose (CLARKE, 2008).
2.3.3 Relação com o sistema imunológico do inseto
Como forma de defesa pela entrada dos nematoides na hemolinfa, o sistema
imunológico do inseto apresenta um papel fundamental no mecanismo de defesa, que
envolvem processos de encapsulamento e melanização. Algumas espécies das ordens
Orthoptera, Coleoptera, Lepidoptera e Diptera apresentaram o encapsulamento e a
melanização em resposta à entrada dos JIs (DOWDS; PETERS, 2002; MANACHINI;
SCHILLACI; ARIZZA, 2013). Em contra partida, os NEPs podem resistir à resposta de
encapsulamento e melanização através de três mecanismos principais: evasão (não
reconhecimento pelo hospedeiro), tolerância (escape com número elevado de indivíduos que
atinge a hemocele) e supressão (proteínas de superfície dos nematoides permitem a
modulação da resposta imunológica do inseto).
Mastore et al. (2014) observou que no estágio inicial da infecção, o nematoide induz
forte inibição no sistema de melanização do hospedeiro, além de serem evasivos aos
mecanismos mediados por células hospedeiras de encapsulamento.
Com relação às bactérias simbiontes, o sistema imunológico do inseto passa a
enfrentar estratégias alternativas de escape. Esses patógenos bacterianos podem evitar ou
impedir a sua detecção ou suprimir diretamente a ativação do sistema imune (VALLETGELY; LEMAITRE; BOCCARD, 2008). Espécies de bactérias simbiontes possuem a
capacidade de escapar da ação de peptídeos antimicrobianos e de sofrerem fagocitose na
hemoceloma dos insetos. Esses simbiontes interferem na atividade de fagócitos bloqueando a
produção de metabólitos de ação bacteriostática e também produzem toxinas capazes de
destruir os hemócitos ativamente (DABORN et al., 2002; ELEFTHERIANOS, 2009).
2.3.4 Compatibilidade com produtos fitossanitários
A atividade dos produtos fitossanitários sobre os entomopatógenos pode variar de
acordo com a espécie e linhagem dos patógenos, da natureza química e concentrações dos

28

produtos

utilizados

(ALVES;

MOINO

JR;

ALMEIDA,

1998).

Nematoides

entomopatogênicos são frequentemente aplicados em diferentes países em conjunto com
outros produtos fitossanitários químicos, naturais e biológicos, fertilizantes e corretivos de
solo, sendo mais comum e econômica a mistura de tanque dos nematoides com estes produtos
na aplicação (KRISHNAYYA; GREWAL, 2002).
As interações entre produtos e controladores biológicos podem ser positivas (ação
sinérgica, aditiva) ou negativas (ação supressiva, antagonista). Os efeitos de produtos
fitossanitários sobre NEPs podem ser avaliados de forma direta e indireta. Diretamente
quando observados a viabilidade e o comportamento dos JIs expostos a determinadas
concentrações e períodos de exposição a determinado produto. Indiretamente quando
verificada a capacidade destes juvenis serem infectivos a determinado inseto hospedeiro após
o contato com o produto (NEGRISOLI JR., 2005).
Diversos trabalhos mostram que há compatibilidade de NEPs com os mais variados
produtos fitossanitários. Sendo eles inseticidas, fungicidas, herbicidas, dentre outros.
Negrisoli Jr. (2008) mostrou ser possível à utilização conjunta do herbicida Glifosato 480 CS
(Agripec) com os nematoides S. capocapsae e H. bacteriophora. O inseticida imidaclopride
mostrou-se compatível com alguns isolados do gênero Heterorhabditis (SOUZA et al., 2012).
Laznik e Trdan (2013) mostraram que a azadiractina na concentração de 0,3% foi compatível
com H. bacteriophora. Por outro lado, Rohde et al. (2013) observaram que os extratos
aquosos de cinamomo, arruda, gengibre e alho foram incompatíveis com Heterorhabditis sp.
JPM4 e S. carpocapsae ALL.
Andaló, Moino Jr. e Santa-Cecília (2004), verificando a compatibilidade de NEPs com
produtos fitossanitários utilizados na cultura do cafeeiro, descobriram que os nematoides S.
carpocapsae, S. glaseri, S. arenarium e H. bacteriophora foram compatíveis com os
inseticidas imidaclopride e tiametoxan. No entanto, estes NEPs foram incompatíveis aos
herbicidas 2,4-D, acetoclor e oxifluorfen.

29

2.3.5 Utilização dos Nematoides Entomopatogênicos no controle biológico
Desde a década de 30 os NEPs vêm sendo utilizados no controle de insetos-praga
(DOLINSKI, 2006). Apresentam uma ampla ordem de hospedeiros e podem ser produzidos e
estocados em massa em esponja de poliéster-poliuretano, vermiculita, gel de poliacrilamida,
gel de alginato, pó-molhável, grânulos e em água destilada (FRIEDMAN, 1990; GREWAL,
2002).
A fácil manipulação, o comportamento de busca pelo hospedeiro, compatibilidade
com produtos químicos, a ação sinergística com outros entomopatógenos, como exemplo
Bacillus thuringiensis (Berliner, 1915) (Bacillales: Bacillaceae) aumentando a eficiência e
economia do método, resistência às variações ambientais, longo tempo de estocagem
(dependendo da técnica aplicada), a ausência de toxicidade para seres humanos, são
específicos a insetos, não causando dano às plantas cultivadas e o fato de poderem ser
aspergidos pelos sistemas convencionais de aplicação de agroquímicos, como irrigação e
bombas elétricas, mecânicas ou costais têm estimulado o intenso interesse no
desenvolvimento de inseticidas biológicos à base de NEPs (FERRAZ, 1998; GAUGLER;
HAN, 2002; GREWAL, 2002; LEITE et al., 2006; SHAPIRO-ILAN et al., 2006).
Atualmente, existem empresas especializadas na produção em massa de NEPs e de
formulações prontas para a aplicação. Na Europa a empresa E-nema comercializa produtos à
base de

Steinernema

feltiae (Nemaplus®,

Nemaflor®,

Nemycel® e

Nemapom®),

Heterorhabditis bacteriophora (Nematop® e Nema-green®) e S. carpocapsae (Nemastar® e
Nematop® Käfer-Stopp) visando ao controle de pragas como Otiorhynchus sulcatus
(Fabricius, 1775) (Coleoptera: Curculionidae), Synanthedon myopaeformis (Borkhausen,
1789) (Lepidoptera: Sesiidae), entre outras (E-NEMA, 2014). No Brasil, a empresa Bio
Controle em parceria com o Instituto Biológico produz o bioinseticida, Bio Nep®, à base de S.
puertoricense para o controle do Sphenophorus levis (Vaurie, 1978) (Coleoptera:
Curculionidae) (BIO CONTROLE, 2014).
Visando ao controle de R. ferrugineus em Phoenix canariensis Chabaud (Arecales:
Arecaceae) algumas empresas europeias desenvolveram produtos à base de nematoides
entomopatogênicos. Um desses produtos é o Biorend R® Palmeras que é composto de S.

30

carpocapsae e é usado junto com Biorend® que tem como ingrediente ativo o Quitosano
(GREENBERRY, 2014). Estudos realizados por Llácer, Altube e Jacas (2009), utilizando
Biorend R® Palmeras, mostraram eficácias em cerca de 80% no ensaio curativo e até 98% no
tratamento preventivo de R. ferrugineus. Outro produto comercializado para o controle desta
praga é o Nemopak SC Palme que também é composto de S. carpocapsae (VERDEPIENO,
2014).
Estudos realizados com R. ferrugineus mostram que tanto larvas, pupas e adultos são
eficientemente controlados por NEPs, obtendo taxa de mortalidade superior a 80% (ABBAS;
SALEH; AKIL, 2001; MANACHINI; SCHILLACI; ARIZZA, 2013).
Santos et al. (2012), utilizando o nematoide Heterorhabditis sp. AL39 em larvas de R.
palmarum com 16 mm de comprimento, nas dosagens de 20, 40 e 80 JI/ larva, conseguiu
mortalidade de até 66,7% e para larvas com 8 mm, nas mesmas dosagens, a taxa de
mortalidade foi de até 100%. Com isso, os autores concluíram que os estágios larvais da
broca-do-olho-do-coqueiro foram susceptíveis ao isolado Heterorhabditis sp. AL39,
principalmente nos instares iniciais.
2.4 Inseticidas Botânicos
Diante da necessidade de adoção de táticas menos impactantes de controle, uma
alternativa que vem sendo bastante estudada para o controle de pragas é o uso de substâncias
secundárias presentes em “plantas inseticidas”. Substâncias como rotenoides, piretroides,
alcaloides e terpenoides são produtos intermediários ou finais do metabolismo secundário de
plantas, que podem ser encontradas principalmente em suas partes vitais, tais como raízes,
folhas e sementes. Essas substâncias podem interferir severamente no metabolismo de outros
organismos, causando impactos variáveis como repelência, deterrência alimentar e de
oviposição, esterilização, bloqueio do metabolismo e interferência no desenvolvimento, sem
necessariamente causar morte (MEDEIROS, 1990; LANCHER, 2000).
Considerando que plantas, insetos e outros microrganismos tiveram uma coevolução,
as plantas são conhecidas como fontes naturais de substâncias inseticidas e antimicrobianas, já
que a produção das mesmas ocorre em resposta a um ataque patogênico no vegetal

31

(GRAYER; KOKUBUN, 2011). Em função disto, nos últimos anos, substâncias
biologicamente ativas têm como algumas fontes óleos essenciais extraídos de diversas
espécies vegetais (SIMAS et al., 2004).
Segundo Gallo et al. (2002), dentre algumas vantagens da utilização de inseticidas
botânicos, deve-se ressaltar o fato de existir menor probabilidade de desenvolvimento de
resistência do inseto, pois nas plantas, normalmente estão presentes mais do que um princípio
ativo.
2.4.1 Rotenona
Encontrada principalmente em Lonchocarpus spp. (Fabales: Fabaceae) e Derris spp.
(Fabales: Fabaceae), os rotenoides são séries de compostos extraídos das raízes dessas
plantas. A toxicidade da rotenona ocorre inicialmente nos músculos e nervos cessando
rapidamente a alimentação dos insetos e causando sua morte algumas horas ou dias após a
exposição. Ela atua também como potente inibidor da respiração celular bloqueando a cadeia
de transporte de elétrons nas mitocôndrias (LUMMEN, 1998; GLYNNE-JONES, 2001;
KLAASSEN; WATKINS III, 2003; TADA-OIKAWA et al., 2003).
Atua por ingestão e contato sendo instável a luz, ao calor e ao ar. Em exposição a luz,
a rotenona tem um período útil médio de 1 a 3 dias. Possui persistência de aproximadamente
uma semana, quando aplicada em pulverizações sobre a superfície das plantas. É um
inseticida e acaricida de largo espectro de ação sendo usado contra lagartas, besouros, pulgas,
pulgões, formigas, cigarrinhas, moscas, cochonilhas e ácaros (COSTA; BELO; BARBOSA,
1997; COX, 2002).
Saito e Luchini (1998) relatam que a rotenona é eficaz para o controle de besouros e
lagartas, porém sua toxicidade pode ser mais ou menos ativa de acordo com a espécie de
inseto e, sua ação, pode demorar um pouco para se manifestar.
Alécio et al. (2005) avaliaram o potencial inseticida do extrato de raízes de Derris
rariflora Macbride sobre o gorgulho-do-milho (Sitophilus zeamais Mots) em condições de
laboratório. Os autores determinaram a concentração letal de 0,82 µl do extrato por cm 2 de

32

superfície tratada (papel-filtro) e concluíram que o extrato apresentou-se promissor para o
controle da referida praga.
2.4.2 Extrato pirolenhoso
O extrato pirolenhoso (EP), também conhecido como ácido pirolenhoso, é obtido pela
condensação da fumaça formada pela queima da madeira na produção de carvão vegetal.
Trata-se de um líquido de cor amarela a marrom avermelhada, composto, em sua maior parte,
por água e mais de 200 compostos orgânicos, dentre eles ácido acético, álcoois, cetonas,
fenóis e alguns derivados de lignina. O extrato pirolenhoso pode ser obtido de diferentes
espécies vegetais, como bambu, eucalipto e pinus (MAEKAWA, 2002).
Quando aplicado em diluições de 300 a 600 vezes, o extrato pirolenhoso apresenta-se
promissor no controle de pragas e doenças, podendo ser aplicado isoladamente ou misturado
com outros extratos de plantas (MAEKAWA, 2002).
O EP pode ser utilizado como inseticida, na composição de adubos orgânicos e na
compostagem, potencializador da eficiência de produtos fitossanitários e absorção de
nutrientes em pulverizações foliares com potencial quelatizante, desinfecção de ambientes,
esterilizante eficiente; aditivo de alimentos, na área humana é usado em banhos para lavagem
da pele áspera e como aditivo para alimentos (CAMPOS, 2007).
O poder inseticida do extrato pirolenhoso é variável com a espécie de madeira
utilizada para sua obtenção, além da espécie de praga alvo. Pansiera et al. (2003a) estudaram
o efeito repelente do extrato pirolenhoso de três espécies arbóreas sobre Spodoptera
frugiperda (J. E. Smith, 1797) (Lepidoptera: Noctuidae) e Tuta absoluta (Meyrick, 1917)
(Lepidoptera: Gelechiidae) e constataram que nenhum dos extratos afetou a oviposição de S.
frugiperda e que somente o extrato pirolenhoso oriundo de Eucalyptus grandis afetou a
oviposição de T. absoluta. Com relação ao poder inseticida, verificaram que somente os
extratos pirolenhosos das espécies arbóreas Pinus caribaea e E. grandis foram eficazes na
mortalidade de S. frugiperda e T. absoluta, respectivamente.

33

2.4.3 Óleo de nim
É extraído da semente da árvore de nim, Azadirachta indica A. Juss. família
Meliaceae, que se desenvolve nas regiões tropicais e subtropicais de diversos continentes.
Essa planta de origem asiática é considerada a planta inseticida mais importante do mundo
(BRUNHEROTTO; VENDRAMIM, 2001). Apresenta diversos compostos com atividade
biológica, sendo que o principal composto é a azadiractina (MORDUE; BLACKELL, 1993).
Diferente dos inseticidas químicos, os insetos não desenvolvem resistência a nim. Isso
graças aos seus mais de 150 princípios ativos, aliado aos quatro tipos de efeito que a
azadiractina exerce: efeito antialimentar (a ação direta torna o alimento impalatável aos
insetos); efeito regulador do crescimento (provocando distúrbio hormonal generalizado,
levando a deformidades e mortalidade); efeito inibidor da reprodução (afeta os hormônios
sexuais comprometendo a atração sexual, diminuindo o número de ovos, sendo que os ovos
postos terão uma baixa viabilidade e eclosão); efeito repelente (os insetos vão evitar as
superfícies tratadas, não vai haver postura nesses locais e não vai haver consumo) (SCRIBD,
2014).
Beard (1989) verificou que a azadiractina não é tóxica ao homem nas doses
empregadas no controle de insetos. Entre os inseticidas botânicos comercializados atualmente
o óleo de nim está entre os menos tóxicos ao homem (COX, 2002).
Algumas vantagens tornam o nim um inseticida botânico bastante aceito no mercado,
como: baixa toxicidade ao homem; totalmente biodegradável; não é bioacumulável; possui
relativa seletividade para inimigos naturais; apresenta diversas formas de ação sobre os
insetos, não gerando resistência; mundialmente aceito pela IFOAM (International Federation
of Organic Agriculture Movements); não apresenta período de carência; ótima relação custo x
benefício (SCHMUTTERER, 1990, 1997; AKOL et al., 2002; ISMAN, 2006; SCRIBD,
2014). Pode ser associado ao controle biológico, inclusive com NEPs. Isso mantém a
qualidade e reduz a poluição do meio ambiente, além de contribuir para conservação dos
recursos naturais e aumentar a sustentabilidade dos ecossistemas.

34

Há relatos na literatura sobre o efeito inseticida do nim envolvendo principalmente,
lepidópteros e coleópteros, e também sob homópteros, dípteros e heterópteros testadas com
resultados positivos (MARTINEZ, 2002). Trabalhos realizados com os curculionídeos
Cosmopolites sordidus (Germar, 1824), Otiorhynchus sulcatus (Fabricius, 1775) e
Anthonomus grandis (Boheman, 1843) mostraram que o nim causou diminuição na
fecundidade e provocou morte de larvas (MUSABYIMANA et al., 2001; COWLES, 2004;
SHOWLER; GREENBERG; ARNASON, 2004).
Nardi et al. (2011) buscaram controlar R. ferrugineus (larva, pupa e adulto) em P.
canariensis utilizando o nematoide S. carpocapsae e azadiractina. Para isso, o tratamento
consistiu na mistura de Nemasys® C a uma concentração de 50 x 106 JIs por planta e
NeemAzal na concentração de 3 mL/ L. O volume de pulverização foi de 20L por planta. Os
resultados mostraram que o a mistura causou mortalidade média de 68,6%.

35

3 MATERIAL E MÉTODOS
Os experimentos foram conduzidos no Laboratório de Entomologia da Embrapa
Tabuleiros Costeiros/UEP Rio Largo, AL.
3.1 Obtenção de Rhynchophorus palmarum e manutenção em laboratório.
Os insetos foram capturados em coqueirais do município de Feliz Deserto, Litoral Sul
de Alagoas, latitude: -10,264977 (10° 15′ 53,919″ S) e longitude: -36,270890 (36° 16′ 15,205″
W). A coleta de R. palmarum foi feita com o auxílio de armadilhas tipo balde com iscas à
base de cana-de-açúcar e feromônio de agregação Rincoforol® (Interacta Química LTDA)
(Figura 1).
Os insetos capturados foram mantidos em gaiolas quadrangulares com 30 cm3,
alimentados com cana-de-açúcar e dispostos em sala climatizada à temperatura de 25 ± 1ºC,
foto fase de 12 horas e umidade relativa de 60 ± 10%. O alimento foi trocado a cada dois dias.
Os adultos da broca-do-olho-do-coqueiro foram utilizados para os bioensaios com no máximo
sete dias após captura em campo.
Figura 1 – Armadilha tipo balde e captura de Rhynchophorus palmarum. A – Armadilha pronta para ser
instalada. B – Armadilha instalada. C – Insetos capturados.

A

B

Fonte: Autor, 2013 (A e B); Lima, H. M. A. 2013 (C).

C

36

3.2

Origem e Multiplicação dos Nematoides Entomopatogênicos.
Os NEPs utilizados no presente estudo foram provenientes da coleção da Embrapa

CPATC, UEP Rio Largo, AL (Tabela 1), os quais foram armazenados em suspensões aquosas
e colocados em câmara climatizada a 16ºC.
A multiplicação dos nematoides foi feita por métodos in vivo modificados de White
(1927), Woodring e Kaya (1988) e Molina e López (2001), utilizando lagartas de último ínstar
de Galleria mellonella, provenientes de criações já estabelecidas. Para isso, inoculou-se 2000
JIs suspensos em 2 mL de água destilada em dez lagartas de G. mellonella dispostas em uma
placa de Petri forrada com dois discos de papel filtro (Figuras 2 A e 2 B). Após 72 horas as
lagartas mortas foram dispostas em armadilhas de White (Figuras 2 C e 2 D). As coletas dos
NEPs foram realizadas vertendo-se diariamente, por cinco dias, as suspensões aquosas
contidas nas armadilhas em sacos do tipo zip-lock, contendo esponjas de poliuretano (Figuras
2 E e 2 F). Os nematoides foram armazenados em câmara fria à 16º C.
Tabela 1 - Identificação e procedência dos isolados de nematoides entomopatogênicos.

Espécie

Isolado

Ambiente

Origem

Steinernema glaseri

RS38

Milharal

Passo Fundo, RS

Heterorhabditis sp.

AL39

Coqueiral

São Miguel dos Campos, AL

Heterorhabditis sp.

AL43

Laranjal

Arapiraca, AL

Heterorhabditis sp.

AL44

Canavial

Arapiraca, AL

Heterorhabditis sp.

AL47

Canavial

Arapiraca, AL

Fonte: Autor, 2014.

37

Figura 2 – Etapas da produção in vivo de juvenis infectantes. A – Suspensão de nematoides. B –
Inoculação em Galleria mellonella. C – Lagartas com sintomas de mortalidade por nematoides
entomopatogênicos. D – Disposição das lagartas mortas em armadilha de White. E –
Vertendo-se a suspensão em saco zip-lock contendo esponjas. F – Armazenamento de juvenis
infectantes em esponjas.

A

B

C

F

EE

D

Fonte: Autor, 2013.

3.3 Seleção de Isolados e Determinação da Concentração Letal de Nematoides
Entomopatogênicos no Controle de Rhynchophorus palmarum.
Para a realização do ensaio foram utilizados recipientes plásticos com dimensões 15 x
10 x 5 cm (C x L x A), forrados cada um com 5 g de paneiro de coqueiro, que são camadas
fibrosas que envolvem a base da bainha foliar. O bioensaio foi conduzido em delineamento
inteiramente casualizado. Foram utilizados os nematoides Steinernema glaseri RS38,
Heterorhabditis sp. AL43, Heterorhabditis sp. AL44, Heterorhabditis sp. AL39 e
Heterorhabditis sp. AL47 nas concentrações de 500, 1000, 1500 e 2000 JIs/ mL (Figuras 3 A
e 3 B). Como controle, foi utilizada água destilada. Foram utilizadas cinco repetições, cada
repetição constituída por seis adultos de R. palmarum. Para todos os tratamentos utilizou-se o
surfactante Will Fix® na concentração de 0,1%.
Aplicaram-se as suspensões com o auxílio de pulverizador manual de compressão
prévia (Vonder®, referência PU 015) com capacidade de 1,5 L. Foram aplicados 18 ± 1 mL da

38

suspensão de NEPs por repetição (Figuras 3 C e 3 D). Colocaram-se duas seções de cana-deaçúcar de 5 cm de comprimento em cada recipiente para a alimentação dos insetos (Figura 3
E). Os tratamentos foram mantidos em sala climatizada com temperatura de 25 ± 1ºC, foto
fase de 12 horas e umidade relativa de 60 ± 10%. A cana-de-açúcar foi trocada no terceiro dia
após montagem do experimento.
A avaliação foi realizada durante cinco dias, verificando-se diariamente a mortalidade
dos adultos de R. palmarum. Dez dias após a morte dos insetos, estes foram individualizados
em placas de seis células (Figura 4 A), dissecados com a ajuda de pinças, retirando-se a
hemolinfa dos mesmos (Figuras 4 C e 4 D). Logo após, adicionou-se água destilada sobre a
hemolinfa e com o auxílio de um microscópio estereoscópio (Figura 4 B), foi verificado se
nos insetos havia presença de NEPs e/ou sintomas (coloração da hemolinfa) para confirmação
do agente causal.
Os dados de mortalidade dos insetos foram utilizados para determinar a
patogenicidade de cada isolado, bem como a virulência, em diferentes concentrações.
Análise de regressão polinomial foi realizada, seguida de análise de variância
utilizando o programa estatístico Assistat 7.7 beta (SILVA; AZEVEDO, 2014) a 5 % de
significância. Análise de Probit foi realizada a fim de determinar as concentrações letais
(CL50, CL70 e CL90) de cada isolado, para tal usou-se o programa estatístico SAS 9.1 (SAS
Institute Inc, 2003).
Figura 3 – Etapas da montagem do bioensaio. A – Suspensão de juvenis infectantes. B – Determinação da
concentração. C – Deposição da suspensão no pulverizador. D – Aplicação da suspensão. E –
Adição de cana-de-açúcar.

A

B

E

Fonte: Autor, 2013.

C

D

39

Figura 4 – Avaliação de confirmação de mortalidade por nematoides entomopatogênicos. A – Insetos
mortos na placa de seis células. B – Utilização de estereoscópio. C – Sintomas e sinas da morte
por Steinernema glaseri RS38. D – Sintomas e sinas da morte por Heterorhabditis sp.

B

A

C

D

Fonte: Autor, 2013.

3.4 Seleção de Inseticidas Botânicos no Controle de Adultos de Rhynchophorus palmarum.
3.4.1 Ensaios com inseticidas botânicos.
Para a realização do ensaio de seleção de inseticidas botânicos, foram utilizados
recipientes plásticos com dimensões 15 x 10 x 5 cm (C x L x A), forrados com 5g de paneiro
de coqueiro. O bioensaio foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado. Os
inseticidas botânicos usados foram: Derris Rotenona® CE (Agroterra Insumos), Extrato
Pirolenhoso® (Agroterra Insumos), Pironim Super® WG (Agroterra Insumos), Codipirol®
(Codipa Indústria e Comércio de - Agricultura e Pecuária), Óleo de Neem Puro (Organix®)
(Figura 5), todos aplicados nas concentrações de 1, 5 e 10%. O controle foi composto de água
destilada. Para todos os tratamentos utilizou-se o surfactante Will Fix® (Charmon Destyl
Indústria Química LTDA) na concentração de 0,1%. Foram consideradas cinco repetições
com seis adultos de R. palmarum por repetição. Nos recipientes adicionaram-se duas seções
de cana-de-açúcar de 5 cm de comprimento, como dieta natural. A troca da cana-de-açúcar
aconteceu três dias após montagem do ensaio.
As soluções foram aplicadas com o auxílio de pulverizador manual de compressão
prévia Vonder®, com capacidade de 1,5 L. Aplicaram-se 18 ± 1 mL da calda inseticida por

40

repetição (Figuras 6 A e 6 B). Os tratamentos foram mantidos em sala climatizada à
temperatura de 25 ± 1ºC, foto fase de 12 horas e umidade relativa de 60 ± 10%.
A avaliação foi realizada durante cinco dias, verificando-se diariamente a mortalidade
(Figura 6 C). Selecionou-se para os próximos ensaios ó Óleo de Neem Puro que foi o produto
natural que causou maior mortalidade. Os dados obtidos foram submetidos à análise de
variância e teste de comparação entre médias (Scott-Knott). Para tal, utilizou-se o programa
estatístico Assistat 7.7 beta (SILVA; AZEVEDO, 2014) a 5 % de significância.
3.4.2 Ensaios com óleo de nim.
Para a determinação das CLs, foi selecionado o produto de maior eficiência.
Determinaram-se suas concentrações letais: CL50 e CL90. Para isso, o bioensaio foi conduzido
da mesma forma descrita acima. Utilizando como tratamentos as concentrações 1, 2, 3, 4 e 5%
do óleo de nim e controle, todos aplicados com adição de surfactante Will Fix a 0,1%. A
avaliação foi realizada durante cinco dias, verificando-se diariamente a mortalidade. Os dados
obtidos foram submetidos à análise de Probit, utilizando o programa estatístico SAS 9.1 (SAS
Institute Inc, 2003).
Figura 5 – Inseticidas botânicos utilizados.

Fonte: Autor, 2013.

41

Figura 6 – Montagem do bioensaio e avaliação de mortalidade por inseticidas botânicos. A – Deposição da
solução no pulverizador. B – Aplicação da solução. C – Insetos mortos.

B

A

C

Fonte: Autor, 2013.

3.5

Teste de Compatibilidade de NEPs com Óleo de Nim.
Foram utilizados os nematoides Steinernema glaseri RS38, Heterorhabditis sp. AL39,

Heterorhabditis sp. AL43, Heterorhabditis sp. AL44 e Heterorhabditis sp. AL47 todos com
no máximo cinco dias de armazenamento e o Óleo de Neem Puro® nas concentrações de 1, 2,
3 e 4%. O controle foi composto por água destilada. Em todos os tratamentos utilizou-se o
surfactante Will Fix® a 0,1%. Fez-se também o teste usando apenas o surfactante a 0,1%. O
experimento foi composto de cinco repetições, cada repetição correspondeu a um tubo de
ensaio de fundo chato contendo a mistura do inseticida e dos NEPs. A metodologia utilizada
foi a de Negrisoli Jr. et al. (2008), por ser um método de baixo custo e o mais adequado na
avaliação da compatibilidade entre NEPs e produtos fitossanitários de diferentes classes.
Foram preparados 100 mL de solução do óleo de nim para cada concentração e alíquotas de 1
mL foram colocadas nos tubos (Figura 7 A). Em seguida adicionaram-se aos tubos uma
suspensão de 2000 JIs em 1 mL de água destilada (Figura 7 B). Os tratamentos foram
mantidos em ambiente controlado, na temperatura de 25 ± 1ºC, foto fase de 12 horas e
umidade relativa de 60 ± 10% (Figura 7 C).
A viabilidade dos nematoides foi avaliada 48 horas após exposição às concentrações
do óleo de nim. Assim, uma alíquota de 0,1 mL da suspensão foi retirada e os JIs observados
sob estereoscópio, para a determinação da mortalidade. Foram considerados mortos aqueles
que não responderam a seguidos estímulos com agulha.

42

A infectividade dos nematoides foi testada no mesmo período que a viabilidade. Os
tubos foram completados com água destilada (3 mL) e deixados para decantar por meia hora.
O sobrenadante (cerca de 3 mL) foi descartado e a lavagem repetida por três vezes. Após a
última lavagem, 2 mL (cerca de 2000 JIs) foram retirados de cada tubo e pipetados em cinco
placas de Petri (uma para cada repetição) forradas com dupla camada de papel filtro por
tratamento. Cada placa recebeu dez lagartas de último ínstar de G. mellonella e foi mantida
em sala climatizada nas mesmas condições do teste anterior, durante cinco dias. As lagartas
mortas foram contabilizadas e transferidas para armadilhas de White (Figura 8 A e B). Os
nematoides produzidos foram contabilizados durante cinco dias, a fim de determinar a
produção de cada isolado sob cada concentração utilizada. Os dados de viabilidade dos JIs e
mortalidade de insetos foram submetidos à análise de variância.
Os dados de mortalidade de nematoides foram corrigidos pela fórmula de Abbott
(1925):
(

)

Onde: Mcorr% = Mortalidade corrigida; Mt% = Mortalidade do tratamento; e Mc% =
Mortalidade do controle.
A infectividade foi medida com a porcentagem de larvas de G. mellonella infectada. A
redução de infectividade no tratamento em comparação com o controle foi calculada usando a
seguinte fórmula:
(

)

Onde: Rinf% = Redução da infectividade; It% = Infectividade do tratamento; e Ic% =
Infectividade do controle.
A produção de cada isolado foi medida contabilizando o número de JIs descendentes.
A redução da produção no tratamento em comparação com o controle foi calculada utilizando
a seguinte fórmula:

43

(

)

Onde: Rfec% = Redução na produção; Ft = Produção do tratamento; e Fc = Produção
do controle.
Para o cálculo do efeito do inseticida (E%), utilizou-se a fórmula modificada de Peters
e Poullot (2004):
(

)

Para o cálculo de E%, atribui-se valor zero (0) quando os fatores Mcorr%, Rinf% e
Rfec% apresentou valor negativo.
Essas fórmulas foram usadas de acordo com a International Organisation for
Biological and Integrated Control of Noxious Animals and Plants (IOBC). Os valores do
efeito do inseticida para cada isolado foram classificados como: inócuo (E% < 30); levemente
nocivo (E% entre 30 a 79); moderadamente nocivo (E% entre 80 a 99); e nocivo (E% > 99).
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância utilizando o programa Assistat 7.7
beta (SILVA; AZEVEDO, 2014) a 5% de significância.
Figura 7 – Montagem do bioensaio. A – Adição da solução de óleo de nim. B – Adição da suspensão de
Nematoides Entomopatogênicos. C – Disposição da suspensão e da solução nos tubos de fundo
chato.

A

Fonte: Autor, 2013.

B

C

44

Figura 8 – Teste de infectividade e preparo das armadilhas de White para o teste de produção de
Nematoides Entomopatogênicos. A – Infectividade de

Galleria mellonella em diferentes

tratamentos. B – Disposição das lagartas mortas por nematoides entomopatogênicos em armadilha de
White.

A

B

Fonte: Autor, 2013.

3.6 Eficiência da Mistura Contendo Nematoides Entomopatogênicos e Óleo de Nim no
Controle de Rhynchophorus palmarum, em Laboratório.
Para a realização do ensaio foram utilizados recipientes plásticos com dimensões 15 x
10 x 5 cm (C x L x A), forrados com 5 g de paneiro de coqueiro. Foi utilizado o NEP
Heterorhabditis sp. AL43 e o óleo de nim. Portanto, os tratamentos foram: NEP nas
concentrações 500, 1000, 1500 e 2000 JI/ mL; nim nas concentrações 1, 2, 3 e 4%; NEP +
nim nas concentrações 2000 JI/ mL + 1%, 1500 JI/ mL + 2%, 1000 JI/ mL + 3% e 500 JI/ mL
+ 4%, de forma que a concentração do nematoide fosse inversamente proporcional à
concentração do nim, objetivando assim observar se houve interação positiva ou negativa. O
controle foi composto por água destilada. Em todos os tratamentos utilizou-se o surfactante
Will Fix® na concentração de 0,1%. Foram consideradas cinco repetições. Colocaram-se seis
adultos de R. palmarum por repetição. A troca da cana aconteceu três dias após montagem do
ensaio.
Os tratamentos foram aplicados com o auxílio de pulverizador manual de compressão
prévia Vonder®. Aplicaram-se 18 ± 1 mL da mistura de NEPs e óleo nim por repetição.
Foram colocadas duas seções de cana-de-açúcar de 5 cm de comprimento, partidas
longitudinalmente, como dieta natural aos R. palmarum. Os tratamentos foram mantidos em

45

ambiente controlado com temperatura de 25 ± 1ºC, foto fase de 12 horas e umidade relativa
de 60 ± 10%.
A avaliação foi realizada durante cinco dias, verificando-se diariamente a mortalidade.
Os insetos mortos foram colocados em câmara seca e após dez dias foram individualizados
em placas de seis células, dissecados com a ajuda de pinças, retirando-se toda hemolinfa dos
mesmos. Logo após, adicionou-se água destilada sobre a hemolinfa e com o auxílio de um
microscópio estereoscópio verificou-se se nos insetos se havia presença de NEPs e/ou
sintomas (coloração da hemolinfa) para confirmação do agente causal.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e teste de comparação entre
médias (Tukey). Para tal, utilizou-se o programa estatístico Assistat 7.7 beta (SILVA;
AZEVEDO, 2014) a 5 % de significância. Fez-se, utilizando o programa estatístico SAS 9.1
(SAS Institute Inc, 2003), análise de Probit para determinação dos tempos letais (TL50 e
TL70).

46

4

RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1

Seleção de Isolados de Nematoides Entomopatogênicos no Controle de
Rhynchophorus palmarum.
Todas os isolados nas concentrações utilizadas foram patogênicos aos adultos de R.

palmarum, sendo que houve um acréscimo na mortalidade dos insetos em função do aumento
da concentração de JIs, chegando a 56,6% de mortalidade confirmada na concentração de
2000 JIs/ mL para o NEP Heterorhabditis sp. AL43 (Figura 9).
Na concentração de 500 JI/ mL os NEPs proporcionaram mortalidade de 10%; 6,6%;
20%; 16,6% e 20% para os nematoides Steinernema glaseri RS38, Heterorhabditis sp. AL39,
Heterorhabditis sp. AL43, Heterorhabditis sp. AL44 e Heterorhabditis sp. AL47,
respectivamente. Com isso, verificou-se que os isolados AL43 e AL47 foram os mais
eficientes nesta concentração. O NEP Heterorhabditis sp. AL39 apresentou-se como o menos
eficiente nessa concentração.

Figura 9 – Mortalidade de adultos de Rhynchophorus palmarum causada por isolados de nematoides
entomopatogênicos em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase de 12h).

100

RS38

AL39

AL43

AL44

AL47

90
y = 0,0147x + 3,332 y = 0,0267x - 2,67
R² = 0,8462
R² = 0,9709

Mortalidade (%)

80

y = 0,0287x + 5,334 y = 0,0273x + 2,664
R² = 0,9301
R² = 0,9773

y = 0,0267x + 4,666
R² = 0,957

70
60
50
40
30

20
10

0
0

Fonte: Autor, 2014.

500

1000
1500
Concentração (JI/ mL)

2000

2500

47

Na segunda concentração testada (1000 JIs/ mL), o isolado AL43 apresentou maior
taxa de mortalidade em adultos de R. palmarum, sendo responsável pela morte de 43,3% dos
insetos testados. Heterorhabditis sp. AL47 e AL44 mostraram eficiência em 36,6% e 33,3%,
respectivamente. Os menos eficientes foram AL39 e RS38, onde ambos mataram 26,6% desta
praga.
Na concentração de 1500 JI/ mL, os NEPs apresentaram taxa de mortalidade de
adultos de R. palmarum em 23,3%, 33,3%, 50%, 46,6% e 46,6% dos insetos testados. Isso,
para os nematoides Steinernema glaseri RS38, Heterorhabditis sp. AL39, Heterorhabditis sp.
AL43, Heterorhabditis sp. AL44 e Heterorhabditis sp. AL47, respectivamente. Com isso,
verificou-se que o isolado AL43 foi o mais eficiente nesta concentração. Verificou-se também
que em comparação às concentrações de 500 e 1000 JIs/ mL, os nematoides apresentaram
crescimento em suas virulências, com exceção do S. glaseri RS38 que diminuiu sua eficiência
em relação a 1000 JIs/ mL.
Na quarta concentração testada (2000 JIs/ mL), o nematoide Heterorhabditis sp. AL43
continuou apresentando maior taxa de mortalidade em adultos de R. palmarum, sendo
responsável por 56,6% das mortes nos insetos testados. Os demais heterorhabtideos (AL39,
AL44 e AL47) proporcionaram, igualmente, 53,3% de mortalidade. O isolado RS38 foi o
menos eficiente, causando mortalidade em 30% dos insetos testados. Portanto, de acordo com
os dados divulgados na figura 9, conclui-se que os NEPs do gênero Heterorhabditis
mostraram-se mais eficiente que S. glaseri RS38.
Os resultados obtidos com a utilização do isolado AL43 na concentração 2000 JIs/ mL
mostram que os nematoides podem ser igualmente eficientes quando comparados ao fungo B.
bassiana. Mendonça (2007) encontrou mortalidade de 61,4% de adultos de R. palmarum
usando B. bassiana na concentração de 109 conídios/ mL. No entanto, sabe-se que o fungo
apresenta vantagem por poder ser disseminado através do hábito comportamental do inseto.
Por outro lado, os nematoides se sobressaem por causar mortalidade em curto período de
tempo e por serem capazes de irem à busca do hospedeiro, mesmo que estes estejam em
ambientes de difícil acesso (crípticos).

48

Resultados obtidos por Almeida et al. (2005), em testes com adultos de R. palmarum,
o nematoide Heterorhabditis sp. proporcionou até 92% de mortalidade na dosagem de 50.000
JIs/inseto. No entanto, essa dosagem é cerca de oito vezes maior que a utilizada neste trabalho
e foi aplicado em areia favorecendo a ação do NEP. Justificando assim, a maior taxa de
mortalidade.
A menor virulência encontrada para S. glaseri RS38, em comparação ao isolados do
gênero Heterorhabditis, pode ser explicada com base no princípio de que a penetração dos
steinernematideos se dá apenas pelos orifícios naturais do inseto. Em contra partida, os
Heterorhabditis além de utilizarem as aberturas naturais do inseto para penetração,
apresentam um dente córneo na região anterior do corpo e conseguem penetrar em algumas
regiões menos resistente do exoesqueleto do inseto (ALMENARA et al., 2012).
Rodrigueiro et al. (2008) constatou que o tegumento mais quitinizado do Alphitobius
diaperinus (Panzer, 1797) (Coleoptera: Tenebrionidae) induziu resistência na penetração de
nematoides, além da habilidade de realizar comportamentos de auto-limpeza quando
percebem a presença dos nematoides no corpo, diminuindo assim a incidência de infecções
por esses patógenos. Mastore et al. (2014), estudando as respostas imunológicas de larvas de
R. ferrugineus a S. carpocapsae, verificaram que esta praga possui um sistema imunológico
eficiente, depositando melanina e encapsulando os NEPs.
Observaram-se alguns insetos mortos apresentando sintomatologia de morte por NEPbactéria (coloração da hemolinfa), mas não foram encontrados nematoides (Figura 10). Isto
sugere que o sistema imunológico de R. palmarum foi eficiente para controlar a ação dos
nematoides, mas não impediu que estes liberassem suas bactérias o que acabou gerando
infecção generalizada e consequentemente morte dos insetos. De acordo com Almenara et al.
(2012), espécies do gênero Steinernema liberam suas bactérias em até 6 horas enquanto, os
heterorhabditideos levam cerca de 30 minutos para fazer essa liberação. Isto pode sugerir que
a defesa do inseto tenha agido após este período.

49

Figura 10 – Sintomatologia (coloração da hemolinfa) de adultos de R. palmarum mortos por nematoides
entomopatogênicos em comparação ao morto por outra causa.

Steinernema glaseri RS38

Mortalidade natural

Heterorhabditis sp.

Fonte: Autor, 2013.

Pôde-se observar durante esses experimentos JI de Heterorhabditis sp. AL43 no
interior de um ovo de R. palmarum (Figura 11). O mesmo foi observado, em outro momento,
por Negrisoli Jr. (dados não publicados) utilizando Heterorhabditis sp. AL39. Resultados
obtidos por Machado et al. (2005), mostram que utilizando Heterorhabditis indica nas doses
de 60 e 600 JIs/ ovo causaram inviabilidade em 53,3 e 60% dos ovos de Migdolus fryanus
(Westwood,1863) (Coleoptera: Cerambycidae), respectivamente.
Essas informações associadas ao fato de os NEPs possuírem grande eficiência no
controle de pragas com hábitos crípticos (BEGLEY, 1990) e por serem patogênicos a larvas
de R. palmarum (SANTOS et al., 2012) e larvas, pupas e adultos de R. ferrugineus (ABBAS;
SALEH; AKIL, 2001), fortalece a potencialidade do uso dos NEPs no controle de ovos,
larvas, pupas e adultos da broca-do-olho-do-coqueiro.

50

Figura 11 – Presença de juvenil infectivo parasitando ovo de Rhynchophorus palmarum.

Fonte: Autor, 2013.

De maneira geral os isolados do gênero Heterorhabditis foram igualmente eficientes,
no controle de adultos de R. palmarum, o que dificultou na escolha do NEP mais eficiente.
Para isso foi adotado como padrão de seleção o NEP que apresentou maior virulência (menor
CL50) (Tabela 2). Sendo assim, selecionou-se Heterorhabditis sp. AL43 como o isolado mais
eficiente.
Tabela 2 – Análise de Probit para determinação das concentrações letais (CL50, CL70, CL90,) dos isolados
de nematoides Steinernema glaseri RS38, Heterorhabditis sp. AL39, Heterorhabditis sp. AL43,
Heterorhabditis sp. AL44, Heterorhabditis sp. AL47.

Isolado
RS38
AL39
AL43
AL44
AL47

CL50 (JI/mL)
(IC 95%)
5693
(-)
1964
(1528 - 3453)
1479
(1065 - 2939)
1741
(1278 - 3855)
1721
(1214 - 5091)

Fonte: Autor, 2014.

CL70 (JI/mL)
(IC 95%)
17140
(–)
3203
(2216 – 9023)
3084
(1935 – 20364)
3441
(2134 – 21096)
3771
(2165 – 59620)

CL90 (JI/mL)
(IC 95%)
84158
(–)
6490
(3613 – 37879)
8909
(3836 – 398165)
9199
(4043 – 271758)
11709
(4372 – 23758061)

X2

P

Inclinação ±
EP

1,02

0,59

1,09 ± 0,60

0,61

0,73

2,47 ± 0,65

0,35

0,84

1,64 ± 0,54

0,03

0,98

1,77 ± 0,56

0,02

0,99

1,54 ± 0,54

51

4.2

Seleção de Inseticidas Botânicos no Controle de Adultos de Rhynchophorus

palmarum.
Após os dados levantados, verificou-se que o inseticida botânico Óleo de Neem
Puro® apresentou alta eficiência no controle de adultos da broca-do-olho-do-coqueiro,
apresentando 93 e 100% de mortalidade nas concentrações 5 e 10%, respectivamente, não
diferindo entre si, mas apresentaram diferença com os demais tratamentos testados. Já os
produtos Derris Rotenona® CE, Extrato Pirolenhoso®, Pironim Super® WG e Codipirol® não
se mostraram eficientes no controle de R. palmarum apresentando taxa de mortalidade inferior
a 15% mesmo na maior concentração (Figura 12).
Figura 12 – Ensaio com inseticidas botânicos na mortalidade de adultos de Rhynchophorus palmarum em
condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase de 12h).

a

100

a

90

Mortalidade (%)

80
70

60
50
40
30

b

b

20
10

c
c

c

b
c

c
c

c

c

c
c

c

0

F = 26,4594; P < 0,001; CV = 79,93%
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de ScottKnott a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

Estudos realizados por Abdullah (2009) mostraram que aplicando-se extratos de
rotenona sobre o colmo da cana-de-açúcar, esta causou mortalidade em 6,2; 28,1 e 47,3% de

52

adultos de R. ferrugineus, respectivamente, nas concentrações 1,5; 6,0 e 9,0%. Valores estes
superiores ao encontrado neste trabalho, aonde o inseticida à base de rotenona matou no
máximo 13,3% dos insetos testados na maior concentração (10%). Saito e Luchini (1998)
relatam que a rotenona é eficaz para o controle de besouros, porém sua toxicidade pode ser
mais ou menos ativa de acordo com a espécie de inseto e, sua ação pode ser tardia. Isto, pode
justificar o fato da espécie R. palmarum ter apresentado menor taxa de mortalidade em
relação ao R. ferrugineus ou então, o tempo de avaliação não foi suficiente para evidenciar os
efeitos da rotenona em adultos da broca-do-olho-do-coqueiro.
De acordo com Tsuzuki, Morimitsu, Matsui (2000), em condições naturais, o efeito
do extrato pirolenhoso dá-se devido à ativação de substâncias do metabolismo secundário das
plantas, induzindo desta maneira a resistência ao ataque dos insetos. Portanto, acredita-se que
maior eficiência do extrato pirolenhoso no controle de R. palmarum só poderá ser observada
quando aplicado em plantas de coqueiro. Justificando assim, as baixas eficiências dos
produtos Extrato Pirolenhoso, Codipirol e Pironim. Pansiera et al. (2003b) constataram que
ao aplicarem extrato pirolenhoso de E. grandis em folhas de tomateiro, conseguiram
reduzir significativamente a oviposição de T. absoluta induzindo desta maneira a resistência
ao ataque dos insetos.
Bream et al. (2001), testando seis doses de azadiractina, no intervalo de 0.5 - 0.001
μg/inseto em prepupa de R. ferrugineus mostraram que houve alteração no desenvolvimento e
morfogênese nos insetos testados. Foram diagnosticadas nas pupas: desidratação, perda de
peso, pequeno índice de crescimento, levando-as a morte. Além disso, observaram-se várias
deformações em adultos. Abdullah et al. (2010), usaram as doses de 50, 100 e 500 ppm de
extrato de nim sobre prepupas de R. ferrugineus, objetivando investigar os efeitos sobre a
histologia dos ovários e testículos, e em alguns parâmetros biológicos. Os resultados
mostraram que o nim foi capaz de interromper o crescimento, desenvolvimento e reprodução
desta praga. Portanto, as informações obtidas por Bream et al. (2001) e Abdullah et al. (2010)
mostram que além de ser bastante eficiente na mortalidade de adulto de R. palmarum, o óleo
de nim pode ser eficiente nas formas imaturas desta praga.

53

Uma vez o produto à base de óleo de nim sendo o que causou maior mortalidade em
R. palmarum, determinou-se os valores de suas concentrações letais. Foram estabelecidos
como parâmetros de escolha as CL50 (2,19%) e CL90 (6,42%) (Tabela 3).
Tabela 3 – Análise de Probit para determinação das concentrações letais (CL50 e CL90,) do inseticida
natural Óleo de Neem Puro® em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase
de 12h).

CL50
(IC 95%)
2,19
(1,75- 2,63)

Óleo de Neem Puro®
CL90
X2
P
(IC 95%)
6,42
3,67 0,30
(4,83 – 10,90)

Inclinação
± EP
2,74 ± 0,48

Fonte: Autor, 2014.

4.3

Teste de Compatibilidade de Nematoides Entomopatogênicos com Óleo de Nim.
Em relação à viabilidade os resultados para S. glaseri RS38 (Tabela 4) mostram que

surfactante e nim a 1 e 4% apresentaram valores superior a 90%, não diferindo
estatisticamente entre si, mas diferindo dos demais. Nim a 2 e 3% apresentaram 52,3 e 64%
de viabilidade de nematoide, respectivamente, não diferindo estatisticamente entre si.
Quanto à infectividade, não houve diferença significativa entre os tratamentos. As
taxas de infectividade apresentadas foram: 96% surfactante; 96, 94, 80 e 98% para nim de 1 a
4%, respectivamente. Os resultados de viabilidade assemelham-se aos encontrados por
Murugan e Vasugi (2011), que demonstraram que ao expor S. glaseri ao óleo de nim a 4%,
encontrou 99,5% de viabilidade. Já a infectividade encontrada por esses autores em cupins foi
inferior, chegando a 47% na concentração de 2000 JIs/ mL.
Os valores de efeito do inseticida (E%) para S. glaseri RS38 mostram que o produto
Óleo de Neem Puro® é compatível ao nível de 1%, corroborando com Krishnayya e Grewal
(2002) que concluíram não haver qualquer efeito do óleo de nim a 1% sobre S. feltiae. O
mesmo foi concluído por Laznik e Trdan (2013), quando testou o impacto da azadiractina a
0,3% sobre S. feltiae.

54

Este inseticida foi, de acordo com a IOBC, considerado levemente nocivo ao
nematoide S. glaseri RS38 nas concentrações 2, 3 e 4%. Apesar deste produto, na
concentração de 4%, causar baixa mortalidade (5,6%) de JIs e baixa redução de infectividade
(2%), diminui consideravelmente (68,2%) o poder reprodutivo deste isolado. Stark (1996)
observou que o produto Margosan-O, uma formulação comercial do nim, também foi
incompatível com os nematoides S. carpocapsae, S. feltiae e S. glaseri, mas em doses muito
superiores à recomendada (20 mg de azadiractina/ L).
Tabela 4 – Efeito da associação entre óleo de nim e Steinernema glaseri RS38.

Tratamento
Controle
Surfactante
Neem 1%
Neem 2%
Neem 3%
Neem 4%
CV
F
P

Viabilidade
(%)
98,3±0,9 a
97,9±0,5 a
92,2±2,2 a
52,3±4,7 b
64,0±5,3 b
92,9±1,6 a
8,54%
39,7755**
< 0,001

Steinernema glaseri RS38
Infectividade
Mcorr% Rinf%
(%)
100,0±0,0 a
0
0,0
96,0±4,0 a
0,4
4,0
96,0±2,0 a
6,2
4,0
94,0±4,0 a
46,8
6,0
80,0±20,0 a
34,9
20,0
98,0±2,0 a
5,6
2,0
20,30%
0,7291 ns
> 0,050
-

Rfec%

E%

Classe IOBC

0,0
-43,9
-127,5
-374,9
-247,2
68,2
-

0,0
4,4
10,2
52,8
54,9
75,8
-

Inócuo
Inócuo
Inócuo
levemente nocivo
levemente nocivo
levemente nocivo
-

Mcorr = Mortalidade corrigida de JIs
Rinf = Redução de infectividade
Rfec = Redução na produção
E = Efeito do inseticida
** = significativo a 1% de probabilidade
ns = não significativo
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

Os efeitos do óleo de nim sobre os heterorhabditídeos (Tabelas 5, 6, 7 e 8) mostram
que, quanto à viabilidade, todos os tratamentos foram semelhantes estatisticamente,
apresentando valores de: 97,7 a 100% para o isolado AL39; 98,6 a 99,7% para AL43; 98,1 a
99,4% para AL44; 96,8 a 99,7% para AL47. Laznik e Trdan (2013) encontraram 100% de
viabilidade quando testou o impacto da azadiractina a 0,3% sobre H. bacteriophora,
assemelhando-se aos resultados deste trabalho.

55

Quanto à infectividade, Heterorhabditis sp. AL39 não apresentou diferença
significativa entre os tratamentos, apresentando taxas de 100% para surfactante, nim 2 e 3%
e 96% para nim 1 e 4%. Heterorhabditis sp. AL43 foi 100% infectivo para larvas de G.
mellonella após ser exposto ao surfactante, nim 2 e 4%, sendo semelhantes estatisticamente
entre eles e nim a 1%, no tratamento com nim a 3% a infectividade foi de 90%, diferindo
dos tratamentos com surfactante e nim (2 e 4%), no entanto foi semelhante a nim 1%. Já
Heterorhabditis sp. AL44 não mostrou diferença estatística entre seus tratamentos,
apresentando taxas de 100% para nim 2 e 4%, e 98% para nim 1 e 3% e 96% para
surfactante. Por fim, os JIs de Heterorhabditis sp. AL47 proporcionaram 100% de
infectividade após serem expostos ao nim 1, 2 e 3%, 94% no tratamento com nim 4%, não
apresentando diferença estatística entre si, e 86% no tratamento com surfactante, este sendo
semelhante ao nim 4% e diferindo significativamente dos demais tratamentos (Tabelas 5, 6,
7 e 8).
Em todas as concentrações testadas, o óleo de nim mostrou-se inócuo aos
heterorhabditideos. Além disso, induziu o aumento na produção de JIs para todos isolados,
em relação ao tratamento controle. Por outro lado, Rohde et al. (2013) observaram que os
extratos aquosos das folhas, ramos e frutos de cinamomo Melia azedarach (Meliaceae),
mesma família do nim, na proporção de 40% p/v foram incompatíveis ao nematoide
Heterorhabditis sp. JPM4, pois apresentaram viabilidade inferior a 4% e redução na
infectividade superior a 86%, após 48 horas de exposição, mostrando-se nocivo ao uso
conjunto.
O surfactante Will Fix® a 0,1% foi inócuo para Heterorhabditis sp. AL43 e
Heterorhabditis sp. AL44, no entanto foi levemente nocivo a Heterorhabditis sp. AL39 e
Heterorhabditis sp. AL47, isto por que o espalhante adesivo reduziu o poder reprodutivo
destes isolados. O fato do surfactante ter se mostrado levemente nocivo a estes isolados,
pode indicar que seria possível encontrar resultados mais expressivos no experimento de
seleção de isolados caso fosse utilizado um produto compatível com os nematoides testados.
Portanto, objetivando uma aplicação mais eficiente, deve-se conhecer de antemão quais
surfactantes são adequados para uso no campo, uma vez que cada isolado pode ser mais ou
menos sensível ao adjuvante.

56

Tabela 5 – Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL39.

Tratamento
Controle
Surfactante
Neem 1%
Neem 2%
Neem 3%
Neem 4%
CV
F
P

Viabilidade
(%)
99,8±0,2 a
99,2±0,5 a
100,0±0 a
99,3±0,4 a
98,9±0,5 a
97,7±0,9 a
1,15%
2,0989 ns
0,1006

Heterorhabditis sp. AL39
Infectividade
Mcorr%
Rinf%
(%)
100,0±0,0 a
0,0
0,0
100,0±0,0a
0,5
0,0
96,0±2,4 a
-0,2
4,0
100,0±0,0 a
0,4
0,0
100,0±0,0 a
0,9
0,0
96,0±4,0 a
2,0
4,0
4,73%
0,8923 ns
> 0,050
-

Rfec%

E%

Classe IOBC

0,0
61,2
-51,7
-5,4
-42,6
-10,6
-

0,0
61,7
4,0
0,5
0,9
6,0
-

Inócuo
levemente nocivo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
-

Rfec%

E%

Classe IOBC

0,0
-15,3
-153,7
-229,0
-430,9
-262,0
-

0,0
0,0
0,2
0,0
9,2
0,8
-

Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
-

Mcorr = Mortalidade corrigida de JIs
Rinf = Redução de infectividade
Rfec = Redução na produção
E = Efeito do inseticida
ns = não significativo
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.
Tabela 6 – Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL43.

Tratamento
Controle
Surfactante
Neem 1%
Neem 2%
Neem 3%
Neem 4%
CV
F
P

Viabilidade
(%)
99,7±0,3 a
99,7±0,3 a
99,5±0,3 a
99,7±0,2 a
98,6±0,6 a
98,9±0,9 a
1,12%
0,9321 ns
> 0,050

Heterorhabditis sp. AL43
Infectividade
Mcorr% Rinf%
(%)
98,0±2,0 ab
0
0,0
100,0±0,0 a
0
-2,0
98,0±2,0 ab
0,2
0,0
100,0±0,0 a
0
-2,0
90,0±4,5 b
1,1
8,2
100,0±0,0 a
0,8
-2,0
4,95%
*
3,2286
0,0228
-

Mcorr = Mortalidade corrigida de JIs
Rinf = Redução de infectividade
Rfec = Redução na produção
E = Efeito do inseticida
ns = não significativo
* = significativo a 5% de probabilidade
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

57

Tabela 7 – Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL44.

Tratamento
Controle
Surfactante
Neem 1%
Neem 2%
Neem 3%
Neem 4%
CV
F
P

Viabilidade
(%)
99,3±0,4 a
99,2±0,4 a
99,0±0,7 a
98,1±1,1 a
98,6±0,6 a
99,4±0,3 a
1,50%
0,4822 ns
> 0,050

Heterorhabditis sp. AL44
Infectividade
Mcorr%
Rinf%
(%)
98,0±2,0 a
0
0,0
96,0±2,4 a
0,1
2,0
98,0±2,0 a
0,3
0,0
100,0±0,0 a
1,1
-2,0
98,0±2,0 a
0,7
0,0
100,0±0,0 a
-0,1
-2,0
3,94%
0,7556 ns
> 0,050
-

Rfec%

E%

Classe IOBC

0,0
14,0
-182,4
-244,6
-148,8
-107,3
-

0,0
16,1
0,3
1,1
0,7
0,0
-

Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
-

Mcorr = Mortalidade corrigida de JIs
Rinf = Redução de infectividade
Rfec = Redução na produção
E = Efeito do inseticida
ns = não significativo
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.
Tabela 8 – Efeito da associação entre óleo de nim e Heterorhabditis sp. AL47.

Tratamento
Controle
Surfactante
Neem 1%
Neem 2%
Neem 3%
Neem 4%
CV
F
P

Viabilidade
(%)
99,7±0,4 a
99,4±0,7 a
96,8±0,6 a
98,3±0,5 a
99,4±0,4 a
98,4±1,2 a
1,57%
2,3140 ns
0,0752

Heterorhabditis sp. AL47
Infectividade
Mcorr% Rinf%
(%)
100,0±0,0 a
0,0
0,0
86,0±6,8 b
0,3
14,0
100,0±0,0 a
2,8
0,0
100,0±0,0 a
1,4
0,0
100,0±0,0 a
0,3
0,0
94,0±2,4 ab
1,3
6,0
7,09%
*
3,3286
0,0201
-

Rfec%

E%

Classe IOBC

0,0
47,5
-389,0
-247,0
-334,4
-407,8
-

0,0
61,7
2,8
1,4
0,3
7,3
-

Inócuo
levemente nocivo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
Inócuo
-

Mcorr = Mortalidade corrigida de JIs
Rinf = Redução de infectividade
Rfec = Redução na produção
E = Efeito do inseticida
ns = não significativo
* = significativo a 5% de probabilidade
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

58

Segundo Zasada e Ferris (2004), a maior sensibilidade de algumas espécies de
nematoide ocorre devido às variações nas características biológicas das mesmas, tornando-as
inerentemente, mais ou menos resistentes aos efeitos nocivos de determinados produtos.
Portanto, isso pode explicar a maior sensibilidade apresentada por S. glaseri em relação aos
heterorhabditídeos.
4.4

Eficiência da Mistura Contendo Nematoides Entomopatogênicos e Óleo de Nim no
Controle de Rhynchophorus palmarum, em Laboratório.
O tratamento contendo apenas óleo de nim a 1% provocou 20% de mortalidade em

adultos de R. palmarum. O nematoide Heterorhabditis sp. AL43 na concentração de 2000 JIs/
mL apresentou eficiência de 56,6%. Por outro lado, o mesmo inseticida e o mesmo isolado,
nas mesmas concentrações, quando aplicados em mistura, causou mortalidade em 26,6%,
havendo interação negativa. Isto indica que este inseticida botânico, nesta concentração,
suprimiu a virulência do NEP (Figura 13). No tratamento (1500 JIs/ mL + nim 2%) quando
comparado com os tratamentos, de forma separada, os valores foram estatisticamente iguais
(Figura 14).
Encontrou-se interação positiva quando se misturou nim e NEP nas concentrações 3%
e 1000 JIs/ mL, pois a mistura causou mortalidade de 60% e só o inseticida e só o nematoide
56,6 e 43,3%, respectivamente, no entanto foram semelhantes estatisticamente entre si (Figura
15).
Resultados iguais foram encontrados no tratamento com o nim a 4% e a aplicação
conjunta do nim a 4% com 500 JIs/ mL do isolado AL43, onde ambos causaram a morte em
70% dos insetos testados. Já o nematoide, de forma isolada, apresentou taxa de mortalidade de
20% (Figura 16). Esses resultados são semelhantes ao encontrado por Nardi et al. (2011), que
obteve 68,6% de mortalidade de R. ferrugineus quando utilizou S. carpocapsae e azadiractina
em mistura.

59

Figura 13 – Eficiência e interação da mistura (2000 JIs + Nim 1%) no controle de adultos de
Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase

Mortalidade (%)

de 12h).

100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0

a

b
b
b

Controle

1%

2000 JIs/ mL

1% + 2000 JIs/ mL

F = 5,7872; P = 0,0071; CV = 50.62%;
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de
Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

Figura 14 – Eficiência e interação da mistura (1500 JIs + Nim 2%) no controle de adultos de
Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase
de 12h).

100
90
Mortalidade (%)

80
70
a

60

a

50

a

40
30
20

b

10
0
Controle

2%

1500 JIs/ mL

2% + 1500 JIs/ mL

F = 12,5386; P < 0,001; CV = 29,71%
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de
Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

60

Figura 15 – Eficiência e interação da mistura (1000 JIs + Nim 3%) no controle de adultos de
Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase

Mortalidade (%)

de 12h).

100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0

a
a
a

b

Controle

3%

1000 JIs/ mL

3% + 1000 JIs/ mL

F = 15,8543; P < 0,001; CV = 27,77%
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de
Tukey a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

Figura 16 – Eficiência e interação da mistura de (500 JIs + Nim 4%) no controle de adultos de
Rhynchophorus palmarum, em condições de laboratório (25 ± 1ºC; U.R. 70 ± 10% e foto fase

Mortallidade (%)

de 12h).

100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0

a

a

b
c

Controle

4%

500 JIs/ mL

4% + 500 JIs/ mL

F = 19,5055; P < 0,001; CV = 28,93%
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de
Scott-Knott a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

61

Comparando-se as diferentes misturas utilizadas e levando-se em consideração os
dados do tempo letal (TL) (Tabela 9), percebeu-se que a aplicação do inseticida botânico Óleo
de Neem Puro® em associação com o entomopatógeno Heterorhabditis sp. AL43 nas
concentrações 4% e 500 JIs/ mL, foi a mais eficiente, pois além de apresentar a maior taxa de
mortalidade (70%), possui a menor TL50 = 0,98 e TL70 = 4,64 dias e não interferiu na
virulência do isolado (Figura 17). Este intervalo de tempo (0 a 5 dias) é o que se acredita que
os agentes terão potencialidade de agir, em condições de campo, pois a azadiractina apresenta
persistência de 4 a 8 dias no ambiente (CABONI et al., 2002) e o nematoide menos de 24
horas para as condições de aplicação em coqueirais.
Figura 17 – Mortalidade total de adultos de Rhynchophorus palmarum causada pela mistura e verificação
da mortalidade por nematoide entomopatogênico, em condições de laboratório (25 ± 1ºC;
U.R. 70 ± 10% e foto fase de 12h).

Mortalidade Total

Confirmada por NEP

100
90
a

80
a
Mortalidade (%)

70
60
50

a

40

b

30
20
10

c

0
Controle

2000 JIs + 1%

1500 JIs + 2%

1000 JIs + 3%

500 JIs + 4%

F = 9,1388; P < 0,001; CV = 35,09%
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si, de acordo com teste de Tukey
a 5% de probabilidade.
Fonte: Autor, 2014.

62

Tabela 9 – Análise de Probit para determinação dos tempos letais (TL50 e TL70,) dos isolados.

NEP + Nim
2000 JIs + 1%
1500 JIs + 2%
1000 JIs + 3%
500 JIs + 4%

Heterorhabditis sp. AL43
TL50 (dias)
TL70 (dias)
X2
(IC 95%)
(IC 95%)
7,94
12,48
0,52
(5,53 – 30,75)
(7,44 – 97,41)
7,09
12,98
0,64
(4,88 – 23,14)
(7,38 – 93,11)
1,48
13,06
0,26
(-)
(-)
0,98
4,64
0,82
(-)
(-)

P

Inclinação
± EP

0,91

2,67 ± 0,83

0,88

1,99 ± 0,58

0,96

0,55 ± 0,41

0,99

0,78 ± 0,43

Fonte: Autor, 2014.

Mesmo a utilização de um único agente (nim ou NEP) ter demonstrado eficiência
satisfatória, igualmente a mistura, justifica-se adotar a mistura como potencial uso em campo.
Isso porque cada agente atua de forma diferente. Podendo o nematoide partir em busca do
inseto, mesmo este estando em ambiente críptico, e o óleo de nim atuando diretamente por
contato ou tornando a planta não preferível (repelência) para a praga. Portanto, um pode
suprir a deficiência do outro. Garantindo assim maior possibilidade de sucesso no controle de
R. palmarum.
Abdel-Rasek e Gowen (2002) observaram que a combinação de nematoides dos
gêneros Steinernema e Heterohabditis com extrato de plantas de nim pode ser favorável para
o controle de Plutella xylostella (Linnaeus, 1758) (Lepidoptera: Plutellidae). Mahmoud
(2007) chegou à mesma conclusão ao testar a combinação NEP e nim no controle de
Bactrocera zonata (Saunders, 1841) (Diptera: Tephritidae). Isso reforça a importância em
adotar a mistura entre óleo de nim e NEP como forma de controle da broca-do-olho-docoqueiro.
Outro fator que favorece a escolha da mistura contendo nematoides e óleo de nim é o
fato de que estes agentes são também potencialmente eficientes no controle de outras pragas
que habitam a copa do coqueiro, como: Aceria guerreronis, Homalinotus coriaceus,
Amerrhinus ynca, Coraliomela brunnea (Thumberg, 1821) (Coleoptera: Chrysomelidae),

63

Brassolis sophorae, Eupalamides daedalus (Cramer, 1775) (Lepidoptera: Castniidae),
Atheloca subrufella (Dyar, 1919) (Lepidoptera: Phycitidae).
No entanto, novos ensaios com outras concentrações da mistura devem ser realizados
para encontrar resultados mais promissores. Testes de campo também devem ser realizados a
fim de se determinar a eficiência e persistência de NEPs e óleo de nim no controle da brocado-olho-do-coqueiro e de outras pragas que incidem sobre a cultura do coqueiro.

64

5 CONCLUSÕES



Os isolados de nematoides entomopatogênicos testados são patogênicos para
adultos do coleóptero Rhynchophorus palmarum em condições de laboratório.



O inseticida botânico Óleo de Neem Puro® mostrou-se eficiente no controle de
adultos da broca-do-olho-do-coqueiro em condições de laboratório.



Os nematoides Heterorhabditis sp. AL39, Heterorhabditis sp. AL43,
Heterorhabditis sp. AL44 e Heterorhabditis sp. AL47 são compatíveis com o
óleo de nim.



É promissora a utilização do óleo de nim e do NEP Heterorhabditis sp. AL43
em mistura no controle de R. palmarum.

65

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