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                    UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM
PROTEÇÃO DE PLANTAS

ETIOLOGIA DO DAMPING-OFF NA CULTURA DO COENTRO NO MUNICÍPIO
DE ARAPIRACA-AL E EFEITO DA INTERAÇÃO DOS PATÓGENOS NA
INCIDÊNCIA DA DOENÇA

NAYANA BRUSCHI INFANTE

Rio Largo - AL
2016

NAYANA BRUSCHI INFANTE

ETIOLOGIA DO DAMPING-OFF NA CULTURA DO COENTRO NO MUNICÍPIO DE
ARAPIRACA-AL E EFEITO DA INTERAÇÃO DOS PATÓGENOS NA INCIDÊNCIA
DA DOENÇA

Dissertação de Mestrado apresentada ao
Programa de Pós-Graduação em Proteção de
Plantas do Centro de Ciências Agrárias da
Universidade Federal de Alagoas como
requisito parcial para obtenção do grau de
Mestre em Proteção de Plantas.
Orientadora: Dra: Ligia Sampaio Reis
Coorientador: Dr. Gaus Silvestre de Andrade
Lima

Rio Largo - AL
2016

NAYANA BRUSCHI INFANTE

Dissertação submetida ao corpo docente do
Programa de Pós-Graduação em Proteção de
Plantas, do Centro de Ciências Agrárias da
Universidade

Federal

aprovada em

Profª. Dra. Ligia Sampaio Reis

Banca Examinadora:

Profª. Dra. Maria de Fátima Silva Muniz

Profª. Dra. Juliana Paiva Carnaúba Ramos

Rio Largo - AL
2016

de

Alagoas.

E

AGRADECIMENTOS
Primeiramente a Deus, acima de tudo, por sempre me guiar em todos os momentos
da minha trajetória e por dar-me coragem para enfrentar todos os desafios;
Aos meus amados pais, Angelo Infante e Mariangela Bruschi, pelo amor
incondicional, incentivo e apoio em todas as horas;
A minhas irmãs Mayara e Marcela, por serem companheiras em tudo.
A todos familiares e amigos que contribuíram para meu crescimento;
Aos professores Dra. Ligia Sampaio Reis e Drs. Gaus Silvestre de Andrade e Dra.
Iraildes Pereira Assunção, pela oportunidade, confiança, orientação e ensinamentos
que foram fundamentais para minha formação. Serei eternamente grata;
Ao MsC. Frederico Monteiro Feijó pela amizade, pelos ensinamentos, orientação e
apoio durante toda minha trajetória no mestrado.
Aos meus amigos Mayra Machado, Ana Raphaela, Tamires Paixão, Roberto Ramos,
Luan Paz e Adso Levi, pelo companheirismo no dia-a-dia, pelos momentos de
alegria, aprendizado e por tornarem tudo mais prazeroso;
A todos do Laboratório de Fitopatologia Molecular e Virologia Vegetal, pela amizade,
ajuda mútua e ensinamentos durante todo esse período;
A todos os professores do Programa de Pós-graduação em Proteção de Plantas
CECAUFAL pelos conhecimentos passados, que contribuíram para a minha formação;
A todos os meus colegas do Programa de Pós-graduação em Proteção de Plantas
do CECA-UFAL;
A CAPES pela bolsa de mestrado concedida, o que me permitiu adquirir inúmeros
conhecimentos incluindo os fundamentais para a realização desse trabalho;
A todos aqueles que de alguma forma contribuíram para realização deste trabalho.

RESUMO
O coentro é uma cultura originária da região leste do Mediterrâneo e sul da Europa,
utilizada como planta medicinal e aromática. No Brasil, o coentro tem uma grande
importância econômica, gerando renda pra diversas famílias, principalmente para a
região Nordeste, que hoje é responsável por mais da metade da produção nacional.
O cultivo de coentro é uma atividade que ainda apresenta riscos, por ser uma cultura
sensível ao ataque de microrganismos causadores de doenças, principalmente os de
origem fúngica. Hoje, um dos principais problemas fitossanitários para o coentro, é a
ocorrência do damping-off, causando uma expressiva redução na produção, por incidir
sobre os tecidos vegetais jovens e sementes recém-plantadas, gerando necroses nas
raízes, lesões enchardas, e amarelecimento. Portanto, o objetivo do trabalho foi:
identificar os agentes etiológicos responsais pelo “damping off” da cultura do coentro
no município de Arapiraca – AL. Foram coletados solos em quatro áreas produtoras,
os solos foram utilizados para o plantio do coentro em vasos com capacidade para
250 mL para visuzalização dos sintomas. A partir das plantas sintomáticas foram
realizados isolamentos dos patógenos e respectivas identificações, através de
analises moleculares com primers específicos para os genes RBP2, ITS, TEF e
analises morfoculturais. Foram realizados testes para avaliação das interações entre
os patógenos Fusarium, Pythium e Rhizoctonia na porcentagem de germinação e
tombamento das plântulas, e também o efeito da incorporação das plântulas de
coentro infectadas incorporadas ao solo após o primeiro teste. Foram obtidos sete
isolados patogênicos, pertencentes a três gêneros Fusarium, Pythium e Rhizoctonia.
As espécies, Fusarium inflexum, F. lacertarum, F. falciforme, Pythium irregulare e
Rhizoctonia solani, foram identificados como responsáveis pelo tombamento de
plântulas de coentro na região de Arapiraca-AL. Esse é o primeiro relato de F.
inflexum, F. lacertarum, F. falciforme e P. irregulare causando damping-off em
plântulas de coentro no mundo e o primeiro relato de R. solani causando tombamento
de plântulas no Brasil. As inoculações simultâneas de F. inflexum, P. irregulare e R.
solani, aumentaram a incidência do tombamento e reduziram o estande de plântulas
de coentro. A incorporação de plântulas de coentro infectadas e subsequente cultivo
de coentro diminuiu a porcentagem de germinação e elevou a incidência do
tombamento.

Palavras chaves: Coriandrum sativum ; Patógenos de solo; Podridão de raiz.

ABSTRACT
Coriander is a native culture of the eastern Mediterranean and southern Europe, it is
used as a medicinal and aromatic plant. In Brazil, coriander has a great economic
importance, generating income for many families, particularly for the Northeast Region,
which now accounts for more than half of the national production. Coriander farming is
an activity that still presents risks, for being a sensitive crop to attack disease-causing
microorganisms, mainly those of fungal origin. Nowadays, one of the main
phytossanitary problems for coriander is the occurrence of damping-off causing a
significant reduction in production, by be levied on plant tissues young and newly
planted seeds, causing necrosis in the roots, soaked lesions and
yellowing. Consequently, the objective of this study was: identify the etiological agents
responsible for "damping off" of Coriander culture in the city of Arapiraca - AL. Soils
were collected in four producing areas, and it were used for planting coriander in pots
with a capacity of 250 ml to display symptoms. From the symptomatic plants were
performed isolations of pathogens and their identifications, through molecular analysis
with specific primers for RBP2 genes, ITS, TEF and “Morphocultural” analysis. Tests
were conducted to evaluate the interactions between pathogens Fusarium, Pythium
and Rhizoctonia in the germination and seedling damping, as well as the effect of the
incorporation of infected coriander seedlings incorporated into the soil after the first
test. Seven pathogenic isolates were obtained from three genus Fusarium, Pythium
and Rhizoctonia. The species, Fusarium inflexum, F. lacertarum, F. falciforme,
Pythium irregulare and Rhizoctonia solani, were identified as responsible for coriander
seedling damping-off in Arapiraca-AL region. This is the first report of F. inflexum, F.
lacertarum, F. falcifome and P. irregulare causing damping-off in coriander seedlings
in the world. This is the first report of R. solani causing coriander seedling damping-off
in Brazil. The simultaneous inoculation F. inflexum, P. irregulare and R. solani,
increased incidence of damping off and reduced stand coriander seedlings. The
incorporation of infected coriander seedlings and subsequent coriander cultivation
decreased the germination percentage and increased the incidence of tipping.

Key words: Coriandrum sativum; Pathogens soil; root rot.

LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1

Canteiros apresentando falhas de germinação e sintomas de tombamento
da cultura do coentro no município de Arapiraca-AL (A e B)............................. 20

Figura 2

Plântulas com sintomas de tombamento, apresentando descoloração foliar,
necrose no sistema vascular e podridão de raízes. A - Pythium, B - Fusarium
e C - Rhizoctonia.............................................................................................. 29

Figura 3

Árvore filogenética de Inferência Bayesiana com sequências de isolados de
Fusarium spp. considerando as regiões genômicas TEF e RPB2 de maneira
30
concatenada..................................................................................................

Figura 4

Árvore filogenética de Inferência Bayesiana com sequências de isolados de
Pythium spp. e Phytophthora capsici considerando as regiões genômicas ITS
e COX2 de maneira concatenada.................................................................... 32

Figura 5

Árvore filogenética de Inferência Bayesiana com sequencias de isolados de
Rhizoctonia solani e Tulasnella pruinosa considerando as regiões genômicas
ITS, TEF e RPB2 de maneira concatenada...................................................... 34

Figura 6

Caracteristicas morfológicas dos isolados de Fusarium. (A) – macroconidios,
microconidios e clamidósporos do isolado A1.11; (B) - macro e microconídios
do isolado A2.2; (C) – microconídios do isolados A3.1; (D) macroconidios do
isolado A3.3; (E) - macro e microconídios do isolado A4.19 e (F) –
clamidósporos.................................................................................................. 35

Figura 7

Coloração das colônias obtidas em meio BDA dos 5 isolados obtidos do
tombamento de plântulas de coentro............................................................... 36

Figura 8

Caracteristicas morfológicas do isolado A3.19 de Rhizoctonia. (A-B) - hifas
septadas formando ângulo de 90º; (C) – escleródios....................................... 37

Figura 9

Coloração das colônias obtidas em meio BDA sintetico do isolado A3.18
obtidos do tombamento de plântulas de coentro.............................................

Figura 10

Estruturas de propagação de Pythium irregulare. Esporângios (A-B);
oósporos (C-D); oogônio com anterídio (E)...................................................... 38

Figura 11

Coloração das colônias obtidas em meio BDA sintético do isolado A1.8
obtido a partir do isolamento de plântulas de coentro tombadas...................... 39

Figura 12

Comparação entre os experimentos 1 e 2, em relação as médias da
porcentagem de germinação e tombamento de plântulas de coentro. (A) germinação e (B) - tombamento..................................................................... 41

37

LISTA DE TABELAS
Tabela 1

Locais visitados para coleta de amostras de solos no município de
Arapiraca/AL.................................................................................................. 20

Tabela 2

Descrição dos primers utilizados na identificação das espécies
pertencentes aos gêneros Rhizoctonia, Pythium e Fusarium........................ 24

Tabela 3

Isolados incluídos nas análises de sequências multi-gene, com detalhes de
espécies, número de acesso das culturas e números de acessos do
GenBank....................................................................................................... 25

Tabela 4

Isolados incluídos nas análises de sequências multi-gene dos isolados
A1.11, A2.2, A3.1, A3.3 e A4.19, com detalhes de espécies, número de
acesso das culturas e números de acessos do GenBank.............................. 26

Tabela 5

Isolados incluídos nas análises de sequências multi-gene do isolado A3.18,
com detalhes de espécies, número de acesso das culturas e números de
acessos do GenBank.....................................................................................

2

Sumário
1 INTRODUÇÃO .................................................................................................................................. 9
2. REVISÃO DE LITERATURA ....................................................................................................... 10
2.1 Produção de Hortaliças no Município de Arapiraca......................................................... 10
2.2 Cultura do coentro (Coriandrum sativum L.)......................................................................... 10
2.3 Importância econômica do coentro e principais usos. ................................................... 12
2.4 Aspectos fitossanitários .......................................................................................................... 13
2.4.1 Damping-off ............................................................................................................................. 14
2.4.1.1 Gênero Fusarium .................................................................................................................. 15
2.4.1.2 Gênero Pythium..................................................................................................................... 16
2.4.1.3 Gênero Phytophthora ........................................................................................................... 17
2.4.1.4 Gênero Rizhoctonia .............................................................................................................. 18
3 MATERIAL E MÉTODOS .............................................................................................................. 20
3.1 Coleta de solos, teste de tombamento e obtenção dos isolados ................................. 20
3.2 Teste de patogenicidade.......................................................................................................... 21
3.2.1 Preparação do inóculo ............................................................................................................. 21
3.3 Preservação dos isolados ............................................................................................................... 22
3.4 Caracterização molecular ........................................................................................................ 23
3.4.1 Extração de DNA ...................................................................................................................... 23
3.4.2 Amplificação do DNA e sequenciamento dos produtos de PCR ...................................... 23
3.4.3 Análises filogenéticas .............................................................................................................. 24
3.5 Caracterização morfocultural ................................................................................................. 27
3.6 Efeito da Interação entre Pythium, Fusarium e Rhizoctonia no damping-off na cultura
do coentro. ......................................................................................................................................... 28
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................................... 29
4.1 Obtenção dos Isolados e testes de patogenicidade ........................................................ 29
4.2 Caracterização Molecular ........................................................................................................ 30
4.2.1 Gênero Fusarium ...................................................................................................................... 30
4.2.3 Gênero Rhizoctonia ................................................................................................................. 33
4.3 Caracterização morfocultural ................................................................................................. 34
4.3.1 Gênero Fusarium ...................................................................................................................... 34
4.3.2. Gênero Rhizoctonia ................................................................................................................ 36
4.3.3 Gênero Pythium. ....................................................................................................................... 37
4.4 Efeito da Interação entre F. inflexum, P. irregulare e R. solani no tombamento da
cultura do coentro............................................................................................................................ 39

Conclusão .......................................................................................................................................... 43
Referências ........................................................................................................................................ 44

9

1 INTRODUÇÃO
O coentro pertence à família das Apiaceae, sendo uma família com destaque,
por ser uma das maiores e com maior importância econômica no mundo (SRIT et al,
2010, AGUIAR, 2012). C. sativum é originário da região leste do Mediterrâneo e sul
da Europa (NADEEM et al., 2013). No Brasil, o coentro tem uma grande importância
econômica, gerando renda para diversas famílias e possuindo valor de mercado
(JOLY, 2002). A região Nordeste se evidencia, sendo responsável por mais da metade
da produção nacional, segundo o senso agropecuário nacional (IBGE, 2006).
O município de Arapiraca teve por décadas sua economia movimentada pela
fumicultura, porém uma forte crise nos anos de 1980 e 1990 fez com que o
monocultivo sofresse um declínio (ROMÃO, 2008), crise essa que levou a mudanças
no comportamento dos agricultores, fazendo assim com que fossem buscadas outras
alternativas mais rentáveis que a produção da cultura do fumo (OLIVEIRA, 2007).
Atualmente, o município de Arapiraca se evidencia como um dos maiores produtores
de hortaliças do estado, tendo um destaque especial para a cultura do coentro
(Coriandrum sativum L.) (IBGE 2006; SEPLANTE, 2015).
O cultivo de hortaliças, em especial da cultura do coentro ainda hoje é uma
atividade agrícola que apresenta riscos (FILGUEIRA, 2003). A cultura é sensível ao
ataque de microrganismos causadores de doenças, sendo eles: bactérias, vírus,
nematoides e fungos fitopatogênicos. Entre os principais problemas fitossanitários
para o coentro, o damping-off ou tombamento de plântulas, é O mais importante,
causando uma expressiva redução na produção.
O tombamento de plântulas ou damping off, é uma doença que incide sobre
tecidos vegetais jovens e sementes recém-plantadas, tem uma grande importância
por estar relacionado diretamente com o estabelecimento da cultura em campo,
podendo ser dividido em damping off de pré e de pós emergência, com sintomas
variando em relação a ataque do patógeno (AMORIM, 2011). De acordo com Latorre
(1990) o dampinf off é causado por patógenos radiculares veiculados pelo solo, sendo
eles: Fusarium, Pythium, Phytophthora e Rhizoctonia.
Diante do exposto, os objetivos deste trabalho foram: identificar os agentes
etiológicos do “damping off” do coentro no município de Arapiraca – AL e determinar
o efeito da interação entre os patógenos na incidência da doença.

10

2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Produção de Hortaliças no Município de Arapiraca
O município de Arapiraca está situado na região do Agreste do estado Alagoas.
Possui uma área de 410 km2, uma altitude de 248 metros acima do nível do mar, suas
coordenadas geográficas: latitude 09º 45' 09" e longitude 36º 39' 40" (EDUCAR/USP,
2006). Apresenta uma densidade populacional com cerca de 214.067 habitantes,
sendo 32.502 residentes da região da rural (IBGE, 2010).
Sua economia por décadas foi movimentada pela fumicultura, gerando riquezas
e desenvolvimento, além de conferir a esta cidade o título de “capital brasileira do
fumo”. Porém entre meados dos anos de 1980 e 1990 esta monocultura sofreu um
declínio em decorrência de uma demasiada oferta, da queda do preço e da tendência
mundial na redução do consumo de tabaco (ARAPIRACA, 2007; ROMÃO, 2008).
Com o processo de redução da cadeia produtiva do fumo em Arapiraca, gerouse uma perda de aproximadamente vinte mil empregos na zona rural e de oito a dez
mil na indústria e comércio no espaço de cinco anos (NARDI, 2006). Essa crise, levou
a mudanças no comportamento dos agricultores e das autoridades locais, fazendo
com que fossem buscadas outras alternativas mais seguras e mais rentáveis que a
produção fumo (OLIVEIRA, 2007).
Inicialmente, a Prefeitura e a Companhia de Desenvolvimento dos Vales do
São Francisco e do Parnaíba (Codevasf) criaram o projeto Cinturão Verde com o
intuito de propor a substituição do cultivo de fumo pelo de hortaliças no segmento da
agricultura familiar. O apoio inicial veio na implantação de sistemas de irrigação nas
pequenas propriedades, onde foram oferecidos kits de irrigação e recursos para
construção poços artesianos entre os pequenos agricultores (OLIVEIRA, 2008).
Atualmente, o município de Arapiraca tem um lugar de destaque como um dos
maiores produtores de hortaliças do estado, fornecendo ainda para os mercados
vizinhos de Pernambuco, Sergipe e Salvador em consequência de uma produção
autossuficiente. (IBGE 2006;SEPLANTE, 2015).
2.2 Cultura do coentro (Coriandrum sativum L.)
A família das Apiaceae é uma das maiores e com maior importância científica
e econômica no mundo, encontra-se amplamente distribuída em zonas de clima

11

temperado e abrange cerca de 3.800 espécies distribuídas em 455 gêneros (SRITI et
al, 2010; AGUIAR, 2012). A classificação taxonômica das Apiáceas sofreu diversas
alterações ao longo dos anos, com autores considerando diferentes características
como descritores morfológicos. Uma das características que diferencia esta família é
a presença de inflorescências, geralmente compostas em umbelas. Essa família é
representada por plantas aromáticas com produção de diferentes compostos
acumulados em canais secretores (PLUNKETT et al, 1996). Nessa família botânica
estão incluídas seis culturas: cenouras (Daucus carota), mandioquinha-salsa
(Arracacia esculenta), aipo (Apium graveolens var. dulce), salsa (Petroselinum
crispum) e o coentro (C. sativum L) (FILGUEIRA, 2003).
O coentro é uma planta que se originou a partir das regiões Leste do
Mediterrâneo e sul da Europa, sendo vulgarmente chamado de Coentro, Cilantro,
Coentro-português, Coriandro e Erva-percevejo (NADEEM et al., 2013). É uma planta
herbácea, anual, que possui raiz pivotante com formato fusiforme, caule ereto de
coloração verde, o qual pode vir a se tornar violeta na época da floração. Suas folhas
são compostas, as flores são hermafroditas com coloração branca ou rósea e
inflorescência do tipo umbela composta (DIEDERICHSEN, 1996).
A cultura é pouco exigente no que diz respeito ao solo, contudo é recomendado
para cultivo, solos profundos, com boa drenagem, rico em matéria orgânica, devendo
evitar solos muito ácidos (VERMA et al., 2011).
Atualmente no Brasil existem em torno de 40 cultivares de coentro registradas
no Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento (MAPA), podendo ser
classificadas em precoces e tardia. As variedades precoces se desenvolvem bem em
clima tropical e apresentam fase vegetativa variando ente 30 e 45 dias, já as
variedades tardias são mais adaptadas ao clima subtropical e temperado e
apresentam a fase vegetativa de 50 a 60 dias (MARI, 2009). Dentre as cultivares, as
mais utilizadas na região Nordeste são: “Tabocas” de plantas uniformes, com uma boa
tolerância ao pendoamento precoce, “Tapacurá” que possui plantas de porte baixo,
com talos grossos e resistentes, tem excelente rendimento por área, alta tolerância ao
pendoamento precoce e com destaque a cultivar “Verdão‟, que foi desenvolvida na
década de 1980, resultando de um cruzamento de linhagens da variedade Palmeira
durante vários ciclos. Essa cultivar possui altura média, tolerância média ao
pendoamento precoce e uma certa resistência às doenças de folhagens, bastante

12

vigorosa, com folhas na coloração verde-escura, excelente rusticidade, sendo líder de
mercado em todo o Brasil (SOUZA et al., 2005; ISLA SEMENTES, 2003)
Contudo, atualmente ainda existem poucas cultivares de coentro disponíveis
aos produtores e em algumas regiões, são utilizadas cultivares locais, de origem
desconhecida, cujas sementes são produzidas pelos próprios agricultores (PEREIRA
et al., 2005).
2.3 Importância econômica do coentro e principais usos.
Desde seu descobrimento, as espécies de Coriandrum se disseminaram pelo
mundo. São utilizadas como plantas aromáticas e medicinais, e por apresentarem
sabor e aroma atrativos para o consumo, suas folhas são utilizadas nas cozinhas de
diferentes países tais como, China, Índia, Paquistão, Estados Unidos, América Central
e América do Sul (POTTER; FAGERSON, 1990; GIL et al., 2002; CARRUBA, 2009).
A Índia atualmente tem destaque como a maior produtora e consumidora de
coentro do mundo, além de ser um dos maiores exportadores dessa cultura (NADEEM
et al., 2013). No mundo, os maiores mercados importadores são os Estados Unidos,
Oriente Médio e Sudoeste da Ásia (RAVI, 2006).
No Brasil, o coentro tem grande importância econômica, possuindo alto valor
de mercado, ficando atrás apenas da alface a nível de importação e produção nacional
(JOLY, 2002). Segundo o senso agropecuário nacional o país produz 108.400t de
coentro, sendo a região Nordeste responsável por 85.000t da produção nacional
(IBGE, 2006).
As regiões Norte e Nordeste, apresentam condições climáticas favoráveis ao
cultivo da cultura durante todo o ano, por ser uma espécie adaptada ao clima quente
e intolerante a baixas temperaturas. Seu cultivo e uso estão ganhando espaço e
tornando-se populares em outras regiões do país (WANDERLEY JÚNIOR; MELO,
2003).
Por ser uma das olerícolas mais utilizadas nas regiões Norte e Nordeste,
existem produtores de coentro que compram sementes de cultivares disponíveis no
mercado, além dos que produzem sua própria semente, ou seja, reservam sempre
uma área de plantio para este fim. Apesar da existência no mercado brasileiro de
cultivares de coentro de boa aceitação comercial, não há um programa nacional de

13

avaliação de genótipos visando identificar e recomendar aqueles de melhor adaptação
às diversas condições agroecológicas das zonas de cultivo (OLIVEIRA et al., 2007).
O coentro vem sendo utilizado como planta medicinal, para uma série de
problemas, tais como a perda de apetite, convulsões e insônia. Além disso, esta planta
é usada para curar doenças como distúrbios do aparelho digestivo, distúrbios do trato
respiratório e infecções do trato urinário (DARUGHE et al., 2012; EIDI et al., 2012;
SUNIL et al., 2012). Além disso o coentro é rico em vitaminas A, B1, B2 e C, sendo
também fonte de cálcio e ferro (NASCIMENTO; PEREIRA, 2005).
As folhas e sementes são utilizadas na composição e decoração de diversos
pratos regionais. As sementes podem ser utilizadas também na indústria, como
condimento para carne defumada e na fabricação de pães e licores finos. Embora seja
considerada uma cultura de fundo de quintal, um grande número de produtores está
envolvido com o seu cultivo durante todo o ano, tornando-o uma cultura de grande
importância social (NASCIMENTO; PEREIRA, 2005). O óleo essencial extraído das
plantas de coentro tem grande importância nutricional, industrial, na produção de
cosméticos e perfumaria, fazendo parte da composição de perfumes, cremes,
sabonetes e farmacêutico, estando entre os 20 principais no mercado mundial
(ZOUBIRI; BAALIOUAMER, 2010; SILVA et al., 2011). O óleo essencial apresenta
ainda uma atividade antibacteriana, antifúngica e nematicida (FURLETTI et al., 2011;
MICHALCZYK et al, 2012).
2.4 Aspectos fitossanitários
O cultivo do coentro assim como de outras hortaliças ainda hoje é uma atividade
agrícola de grande risco, onde as plantas apresentam uma maior sensibilidade às
condições climáticas e uma elevada incidência de problemas fitossanitários
(FILGUEIRA, 2003).
Essa cultura é altamente sensíveil ao ataque de microrganismos causadores
doenças, dentre eles destacam-se bactérias, fungos, nematoides e os vírus.
Trabalhos realizados em diversos países relacionam doenças que incidem sobre essa
cultura, como as causadas por bactéria, Pseudomonas syringae pv. coriandricola,
causando mancha foliar (PERNEZY, 1997; GUPTA el al., 2013) e Xanthomonas
campestres pv. coriandri causando mela das folhas e caule (LEE, 2004), por vírus
como Apium-virus Y (AVY) (TIAN, 2008), Groundnut Ring Spot Virus (GRSV) (LIMA

14

et al., 1999), por nematoides como, Meloidogine incognita e Rotylenchulus reniformis
responsáveis pelo nanismo do coentro (MOURA, 2005), por Oomicetos, como
Pythium ultimum causando podridão de raiz e colo (GARIBALDI, 2010), e por fungos
como Fusarium oxysporum, causando murcha vascular (KOIKE; GORDON 2005) e
Scleriotinia sclerotiorum causando o mofo branco (REIS; NASCIMENTO, 2011). No
Brasil, poucos trabalhos estudam os aspectos fitossanitários da cultura do coentro,
restringem-se, basicamente, à patologia de sementes (MAROUELLI, 2008).
Dentre os principais problemas fitossanitários para a cultura do coentro e de
hortaliças de forma geral, o damping-off ou tombamento de plântulas, é considerado
a doença de maior importancia, causando perdas expressivas na produção.
2.4.1 Damping-off
Damping-off ou tombamento de plântulas, faz parte de um grupo de doença
que incide sobre tecidos vegetais jovens e sementes recém-plantadas, que em virtude
da ação de patógenos que estão presentes no solo, leva ao apodrecimento das
sementes, ocorrendo antes da germinação e após o intumescimento deste órgão. A
importância dessa doença está relacionada ao fato que em decorrência da ação do
patógeno ocorre uma redução do “stand” inicial de plantas no viveiro e produção de
mudas ou no estabelecimento em campo. O dampimg-off pode ser dividida em pré
emergência, quando o ataque do patógeno ocorre antes da emergência da plântula,
e de pós emergência quando o ataque do patógeno ocorre após a emergência das
plântulas (AMORIM 2011).
Esse grupo de doenças geralmente são favorecidas por condições ambientais
de elevada umidade, plantios sucessivos e densos na mesma área, dentre outros
fatores. Quando essas condições se encontram favoráveis aos patógenos e adversas
às plantas, geram grandes prejuízos aos produtores (KUCHAREK, 2000; TANAKA et
al., 2003).
Os sintomas variam de acordo com o estabelecimento da doença, quando se
estabelece o damping off de pré emergência, ocorre o escurecimento dos tecidos,
perda de rigidez e decomposição. Quando a doença evolui para os primeiros tecidos
que germinam da semente, inicia-se o aparecimento de manchas encharcadas, que
escurecem rapidamente, o fungo toma toda a plântula, ocorre então a destruição dos
tecidos, acarretando em morte da plântula e semente. Já em pós emergência os

15

sintomas são observados na região do colo das plântulas (caulículo), rente ao solo,
levando ao aparecimento de manchas encharcadas que com o decorrer do tempo vão
evoluindo para lesões profundas, culminando com a constrição do caule, que por estar
enfraquecido, leva assim ao sintoma típico da doença, o tombamento da plântula, que
por sua vez será colonizada e decomposta pelo patógeno (AMORIM 2011). De acordo
com Latorre (1990) essa doença é causada por patógenos veiculados pelo solo, como
Fusarium, Pythium, Phytophthora e Rhizoctonia, que apresentam grande capacidade
saprofítica.
2.4.1.1 Gênero Fusarium
O gênero Fusarium está inserido no Reino Fungi, Filo Ascomycota, Classe
Sordariomycetes, Ordem Hypocreales, Família Nectriaceae, segundo dados do Index
Fungorum (2013). Esse gênero é composto por aproximadamente 1500 nomes de
táxons dentre as categorias de espécies, subespécies, variedades e formae speciales,
sendo este um dos mais importantes com um grande número de espécies fúngicas
que podem ser fitopatogênicas, causando assim doenças em diversas culturas de
interesse agronômico (LESLIE; SUMMERELL, 2006).
É constituído por fungos mitospóricos, que possuem hifas septadas, que
produzem dois tipos de esporos assexuais, macro e microconidios. Os microconídios,
são ovalados em micélio aéreo, hialinos, uni ou bicelulares, com formato cilíndrico a
oval, formados em grande quantidade. Os macroconídios são produzidos em
esporodóquios, as quais são estruturas de frutificação do fungo, são multiseptados,
fusiforme, falcados e são em média quatro vezes maior que os microconídios. A
produção de macro e micronídios é variável, e em função das condições do ambiente
e espécies. Algumas espécies produzem clamidósporos, estruturas essas que são
capazes de permanecerem inativas por um longo período de tempo, mantendo a
sobrevivência do patógeno no solo até que as condições de infecções sejam
favoráveis a estes (WINDELS, 1992; MILANESI, 2009).
A caracterização e identificação das espécies de Fusarium são baseadas na
observação da morfologia de estruturas reprodutivas, e características fisiológicas
(NELSON et al., 1983; LESLIE; SUMMERELL, 2006). Porém, somente as
características morfológicas não são suficientes para identificação de espécies, por
isso, se faz necessário a utilização de técnicas moleculares para a correta

16

identificação, através de primers para regiões específicas como: RNA polimerase
subunidade II (RPB2), Fator de elongação (TEF) e espaço interno transcrito (ITS)
(LESLIE; SUMMERELL, 2006; O’DONNELL et al. 2010).
Os sintomas de tombamento causados por Fusarium spp. são podridões de
colo e lesões no caule, que se localizam tanto abaixo como acima da superfície do
solo. As lesões são deprimidas, com coloração marrom, que se desenvolvem e
acarretam no enfraquecimento da região atacada, deixando a planta predisposta ao
tombamento, geralmente ocorrendo em reboleira (AMORIM, 2011).
2.4.1.2 Gênero Pythium
O gênero Pythium foi descrito em 1858, pertence ao reino Chromista filo
Oomycota, classe Oomycetes, ordem Pythiales e a família Pythiaceae, (CABI
BIOSCIENCE, 2004)
A reprodução assexual em espécies de Pythium spp. ocorre por meio da
formação de esporângios, com formato que varia de lobulado a globoso, estes formam
por sua vez as vesículas de parede delicada e fina, no interior das quais diferenciamse esporangiósporos biflagelados, denominados zoósporos, nas extremidades das
hifas (VAN DER PLAATS-NITERINK, 1981). Os zoósporos, que são os esporos
assexuados, são os agentes de dispersão dos oomicetos em meio aquoso e em
condições de alta umidade, através da presença de dois flagelos, que após algum
tempo perdem a motilidade, adquirindo assim um formato circular (HARDHAM, 2007;
VAN DER PLAATS-NITERINK, 1981).
A reprodução sexual desse gênero ocorre por meio do contato dos órgãos
sexuais o oogônio (gametângio masculino) e o anterídio (gametângio feminino),
levando a formação de um tubo de fertilização, que penetra através da parede do
oogônio, fazendo com que ocorra a passagem do material nuclear para o gametângio
feminino, resultando na formação do oósporo, o qual é caracterizado por uma parede
espessa externa. Os oósporos são formados no interior do tecido infectado do
hospedeiro e são as estruturas de sobrevivência do patógeno em condições adversas.
Quando as condições ambientais são propícias, e na presença de um hospedeiro
suscetível, o oósporo germina e da origem a uma nova hifa ou vesícula (HENDRIX;
CAMPBELL, 1973)

17

As espécies desse gênero podem sobreviver como saprófitas ou parasitas
(HENDRIX; CAMPBELL, 1973). Os zoósporos, oósporos e fragmentos de hifa podem
atuar como fontes de inóculo, sendo os zoósporos os principais agentes de
disseminação do patógeno (KUCHAREK; MITCHEL, 2000).
A colonização do tecido do hospedeiro se da pela liberação de enzimas
pectolíticas e celulolíticas, as quais levam á desintegração do tecido vegetal. As raízes
infectadas apresentam podridões moles e encharcadas, normalmente na região do
colo. Tecidos jovens são mais propensos à infecção pelo patógeno (VAN DER
PLAATS-NITERINK, 1981).
A descrição de espécies do gênero Pyhium é um processo criterioso, que
envolve não somente estudos morfológico detalhados, como a utilização de técnicas
moleculares através que se baseiam em regiões genômicas especificas, para
confirmar a identificação das espécies (WANG; WANG; WHITE, 2003; LEVESQUE;
DE COCK, 2004).
2.4.1.3 Gênero Phytophthora
As espécies de Phytophthora segundo Index Fungorum (2006) encontram-se
associadas ás seguintes categorias taxonômicas: Família Pythiaceae, Ordem
Pythiales, Classe Oomycetes, Filo Oomycota, Reino Chromista ou Straminipila, neste
mesmo banco de dados existem cerca de 131 espécies de Phytopthora registradas.
O atual sistema de classificação do gênero Phytophthora classifica as espécies
com base em diferentes características morfológicas, sendo elas: formação de papila,
forma de agregação do anterídio, heterotalismo e homotalismo, esporulação em
diferentes meios de cultura, aspectos biológicos como especificidade a hospedeiros e
também conta com alguns caracteres fisiológicos como taxa de crescimento micelial
(RIBEIRO, 1978; STAMPS et al., 1990; WATERHOUSE et al., 1983).
No Brasil, o gênero Phytophthora causa danos em culturas economicamente
relevantes, destacando-se dentre elas: P. infestans (requeima do tomateiro e da
batata); P. cinnamomi (podridão de raízes de abacateiro); P. palmivora (podridão de
raízes e frutos de mamoeiro, podridão parda do cacaueiro, podridão do pé da
pimentado- reino, gomose dos citrus, além de outras doenças em numerosos outros
hospedeiros); P. capsici (podridão das raízes, caule, folhas e frutos de solanáceas e
de cucurbitáceas) (LUZ; MATSUOKA, 1996).

18

Os sintomas podem ser verificados em pré e pós-emergência. Em pré
emergência caracteriza-se pelo escurecimento dos tecidos e perda de rigidez, levando
a uma decomposição. Pode ser obserevado o aparecimento de manchas
encharcadas, que rapidamente aumentam de tamanho e escurecem, em pós
emergência. O patógeno rapidamente toma conta de toda a plântula jovem,
ocasionando o tombamento e levando-a à morte. A evidência em campo pode ser
notada pela redução no stand, que em alguns casos, é atribuída à má germinação da
semente. Os sintomas são visualizados também em reboleiras, em função de uma
maior presença do patógeno (AMORIM, 2011).
A caracterização de espécies de Phytophthora é realizada não somente
baseada em características morfológicas, são utilizadas técnicas molecures para
auxiliarem esse processo, através de regiões genômicas específicas (ROSA, 2006).
2.4.1.4 Gênero Rizhoctonia
O gênero Rhizoctonia spp. é um grande, diversificado e complexo grupo de
fungos, considerado um parasita primitivo e não especifico, comumente presente no
solo. Espécies desse gênero não produzem esporos durante a fase vegetativa,
apresentam um micélio estéril que não forma esporo assexuado. São utilizados para
subdivisão do gênero, características como: patogenicidade, morfologia e coloração
da colônia, e diâmetro da hifa (CARLING; SUMNER, 1992). A filogenia é baseada nas
sequências da região espaçadora interna (ITS), fator de elongação (TEF) e
Sububdade II da RNA polimerase (RPB2) (OGOSHI, 1987; LIU; SINCLAIR, 1993).
A fase perfeita de R. solani compreende o basidiomiceto Thanatephorus
cucumeris (CUBETA; VILGALYS, 1997), o qual apresenta uma hifa dicariótica, que
origina um basídio, seguido de cariogamia e meiose. O basídio vai se desenvolver e
dar origem a quatro basidiósporos ovalados que quando liberados irão germinar,
dando origem a uma hifa dicariótica.
Rhizoctonia spp. por ser um fungo não específico pode acarretar consideráveis
perdas a diferentes culturas comerciais de importância econômica no mundo todo
(MICHEREFF et al., 2005). No Brasil o gênero já foi relatado em diferentes culturas
como: hortaliças (BOLKAN; RIBEIRO, 1985; KURAMAE et al., 2003), seringueira
(CAMPACI; FIGUEIREDO, 1964), soja (FENILLE et al., 2003), amendoinzeiro e

19

feijoeiro (CERESINI et al., 1996; CERESINI; SOUZA, 1997), eucalipto (SILVEIRA et
al., 2000) e cafeeiro (SUSSEL et al., 2001).
Espécies de Rhizoctonia spp. podem infectar tanto plantas jovens como plantas
adultas, principalmente órgãos em contato com o solo (BAKER, 1970). Quando ocorre
a podridão de plântulas em pré emergência, confunde-se com má germinação de
sementes, devido á redução do estande, o patógeno infecta a radícula e o caulículo
antes da germinação, pode ocorrer também a podridão de sementes devido ao seu
encharcamento e deformação. Em pós emergência o sintoma é caracterizado pelo
estrangulamento, encharcamento e necrose do caule, acarretando em tombamento e
murcha da plântula (MATSUOKA et. al., 1985).
A severidade dessa doença está associada à quantidade de inóculo inicial. Em
geral, o patógeno é favorecido por temperaturas acima de 25ºC, alta umidade relativa
do ar e do solo, solos mal drenados, irrigações excessivas, semeaduras densas,
adubação nitrogenada em excesso, elevado teor de matéria orgânica, cultivos
sucessivos no mesmo local e pH ácido do solo. Solos secos ou muito encharcados
são desfavoráveis para o patógeno (LEACH; GARBER, 1970) (SNEH et. al., 1996).

20

3 MATERIAL E MÉTODOS

O presente trabalho foi conduzido no período de maio de 2015 a julho de 2016
no Laboratório de Fitopatologia Molecular e Virologia Vegetal do Centro de Ciências
Agrárias da Universidade Federal de Alagoas localizado no km 85 da BR 104 Norte
(9º27’54.71”S – 35º49’39.27”O), no Município de Rio Largo-Al.
3.1 Coleta de solos, teste de tombamento e obtenção dos isolados
Para a obtenção dos isolados, foram realizadas coletas de amostras de solo
compostas em uma profundidade de 10-20 cm, em quatro áreas produtoras no
município de Arapiraca-AL (Tabela 1) onde a cultura do coentro apresentava sintomas
de tombamento (Figura 1).
Tabela 1 - Locais visitados para coleta de solos no município de Arapiraca/AL.

Locais de Coleta

Código

Comunidade Cangandu
Sítio Pelé Velho
Sítio Bálsamo
Batingas

A1
A2
A3
A4

Localização
N
W
-9°47’16.63” 36°33’59.57”
- 9°48'5.34” -36°33'35.82''
- 9°49'32.53” -36°36'2.68''
-9°47'48.34'' -36°37'11.81''

Fonte: Autor, 2016

Figura 1 - Canteiros apresentando falhas de germinação e sintomas de tombamento da
cultura do coentro no município de Arapiraca-AL (A e B).

A

B

Fonte: Autor, 2015

As amostras coletadas foram conduzidas ao laboratório, acondicionadas em
vasos com capacidade para 11L. Posteriormente, os solos foram distribuídos em

21

vasos de 250 mL para avaliação da porcentagem de tombamento e germinação das
sementes de coentro. Em cada vaso foram plantadas seis sementes da cultivar
Verdão. Foram utilizadas trinta repetições por área e o delineamento foi inteiramente
casualizado (DIC). As plântulas que apresentaram sintomas típicos de tombamento
foram utilizadas para a realização de isolamento indireto retirando-se quatro
fragmentos de cada raiz infectada. Em seguida, realizou-se desinfestação superficial
em cabine de fluxo laminar, na seguinte sequência: álcool a 70% (30 segundos),
hipoclorito de sódio a 1% (1 minuto) e duas lavagens em água destilada esterilizada
(ADE), utilizou-se papel de filtro esterilizado para retirar a umidade e, então, os
fragmentos foram transferidos para placas de Petri contendo meio de cultura BatataDextrose-Ágar (BDA). As placas contendo os tecidos foram mantidas em temperatura
ambiente, em torno de 25ºC, durante três dias. Após o crescimento das colônias,
foram retirados discos (5 mm) e transferidos para novas placas de Petri contendo meio
de cultura BDA. As culturas obtidas foram mantidas em temperatura ambiente por
aproximadamente sete dias, ou até o surgimento das estruturas de reprodução do
patógeno.

3.2 Teste de patogenicidade
Para realização do teste de patogenicidade foram utilizadas bandejas plásticas
com capacidade para 3 kg, onde nas mesmas foram depositados 2 kg de solo
autoclavado. Cada bandeja comportou três fileiras com dez plantas cada, sendo
utilizada uma bandeja por isolado. Os isolados obtidos foram identificados
preliminarmente baseados nas características morfológicas, através de visualizações
em microscópio óptico. Em seguida, o inóculo de cada patógeno foi preparado e
incorporado ao solo.
3.2.1 Preparação do inóculo
O inóculo do isolado A1.8, caracterizado como Pythium sp., foi preparado
utilizando duas placas contendo crescimento do patógeno em meio de cultura BDA
com dez dias de crescimento, em seguida foram adicionados 20 ml de água destilada
esterilizada nas placas, posteriormente foi realizada a raspagem com uma escova de

22

cerdas macias. Em seguida, foram adicionados 40mL da suspenção de micélio obtida
por kg de solo, e posteriormente realizou-se o plantio do coentro da variedade verdão.
O inóculo do isolado A3.18, (Rhizoctonia sp.) foi preparado utilizando-se
erlenmeyers com capacidade para 250 mL, onde foram adicionados 50g de arroz
parboilizado e 150 mL de água destilada. Após a esterilização em autoclave (120ºC,
1atm, 30 min) e resfriamento, em cada frasco foram depositados três discos de cultura
de Rhizoctonia em meio BDA com sete dias de crescimento. Os substratos foram
incubados durante 10 dias com luminosidade e temperatura controladas em BOD, e
depois o substrato colonizado pelo patógeno foi retirado e acondicionado em sacos
de papel, para secagem por 72 horas nas mesmas condições ambientais.
Posteriormente, o substrato foi triturado em liquidificador durante 5 minutos, peneirado
em 16 mesh, sendo adicionado 1g do inóculo para cada kg de solo e logo após
procedeu-se o plantio (BARBOSA et al., 1995).
O inóculo dos isolados A1.11, A2.2, A3.1, A3.3 e A4.19, todos pertencentes ao
gênero Fusarium foram preparados em erlenmeyers com capacidade de 500 mL, onde
foi adicionado o substrato constituído da mistura de areia lavada peneirada, farinha
de milho e água destilada (AMA) (NEME; HAWARE, 1980) (na proporção de 9:1:2 em
peso (150g areia: 17g de farinha de milho: 34mL de água) e posteriormente foram
submetidos á esterilização em autoclave. (120ºC, 1atm, 60 min, dois dias
consecutivos) e resfriamento em condições ambientes. Ao substrato esterilizado,
foram adicionados dez discos do meio de cultura BDA de 5mm de diâmetro contendo
micélio do isolado de Fusarium, tomados da margem, de uma colônia em crescimento.
A mistura infestada foi incubada á uma temperatura de 25º e fotoperíodo de 12h, onde,
os fracos foram agitados a cada dois dias. Aos vinte e um dias de incubação, o
substrato foi misturado ao solo autoclavado na proporção de 10g de substrato
colonizado por kg de solo. Posteriormente, o solo ficou em repouso por doze dias até
a realização do plantio (MAYA, 2002).
As plantas que apresentaram sintomas de damping off foram utilizadas para o
reisolamento dos patógenos e posterior identificação.

3.3 Preservação dos isolados

Para preservação dos isolados foram utilizados três métodos, no primeiro os
isolados foram preservados em água destilada autoclavada (método de Castellani);

23

no segundo, os isolados foram preservados em tubos de ensaio contendo meio de
cultura BDA, onde depositou-se um disco de meio contendo estruturas do fungo sobre
a superfície do meio de cultura, e o terceiro método utilizando foi o armazenamento
de discos contendo estruturas do fungo em tubos de microcentrífuga (2,0 mL), sendo
depositados seis discos/tubo.
3.4 Caracterização molecular
3.4.1 Extração de DNA
A extração de DNA foi realizada segundo protocolo CTAB adaptado de Doyle;
Doyle (1987), onde o micélio dos isolados crescidos em meio líquido de Asparagina
durante cinco dias foi lavado com ADE e em seguida, macerado com nitrogênio líquido
em almofariz de porcelana com auxílio de um pistilo. Em seguida adicionou-se 2000
µL de tampão de extração CTAB 4% (CTAB 4%, NaCl 1,4/M, EDTA 20/mM, Tris-HCl
100 mM, PVP 1%) e 4 µL de β-mercaptoetanol, onde apenas 500 µL do micélio
macerado foi transferido para tubos de micro centrífuga com capacidade de 1,5 mL.
Os tubos foram mantidos em banho maria a 65°C por 30 minutos.
Posteriormente, as amostras foram centrifugadas a 12.000rpm por 15
minutos. O sobrenadante foi transferido para um novo tubo onde foi adicionado 600µL
de CIA (clorofórmio: álcool isso- amílico - 24:1). Após centrifugação, a fase aquosa foi
transferida para um novo tubo e foi acrescentando 400µL de isopropanol, as amostras
foram acondicionadas a -20 °C por no mínimo 30 minutos. As amostras foram
centrifugadas a 12.000rpm por 5 minutos. Após a centrifugação a fase líquida foi
descartada e o DNA precipitado foi lavado com etanol 70% e seco em temperatura
ambiente e, em seguida, ressuspendido com 40µL de TE (Tris- HCl 10 mM, EDTA 1
mM) (10mL) + RNAse (50µL), na proporção de 1:49. O DNA obtido foi armazenado
sob temperatura de -20°C até sua utilização para amplificação.
3.4.2 Amplificação do DNA e sequenciamento dos produtos de PCR
O DNA dos isolados obtidos foi utilizado como molde em reações de
amplificação contendo primers específicos para a região ITS do DNA ribossomal, para
confirmação dos gêneros identificados. Posteriormente, para a identificação das
espécies foram utilizados os primers específicos para diferentes os genes, conforme
(Tabela 2).

24

Tabela 2 - Descrição dos primers utilizados na identificação das espécies pertencentes
aos gêneros Rhizoctonia, Pythium e Fusarium.
Isolado

Gene
ITS

Rhizoctonia RPB2
EF-1α
COX2
Pythium
ITS
TEF
Fusarium

ITS
RPB2

Primer

Sequencia (5’-3’)

ITS1

TCCGTAGGTGAACCTGCGG

ITS4

TCCTCCGCTTATTGATATGC

6F

TGGGGYATGGNTTGYCCYGC

7.1R

CCCATRGCYTGYTTMCCCAT

TEF1-F

AATCGTCAAGGAGACCAACG

TEF1-R

CGTCACCAGACTTGACGAAC

COX2F

GGCAAATGGGTTTTCAAGATCC

COX2R

CCATGATTAATACCACAATTCACTAC

ALB LRO

GCTTAAGTTCAGCGGGT

Cooke et al., 2000

DC6

GAGGGACTTTTGGGTAATCA

Moncalvo et al., 1995

EF1

ATGGGTAAGGARGACAAGAC

EF2

GGARGTACCAGTSATCATG

ITS1

TCCGTAGGTGAACCTGCGG

ITS4

TCCTCCGCTTATTGATATGC

5F2

GGGGNGAWCAGAAGAAGGC

7CR

CCCATRGCTTGYTTRCCCAT

Referências
White et al., 1990
Liu et al. 1999
O’Donnell et al. 2001
Hudspeth et al. 2000

O’Donnell et al. 1998
White et al., 1990
Reeb et al. 2004

Fonte: Autor, 2016

As reações de PCR foram realizadas com tampão 10X, MgCl2 50 mM, DNTP’s
10 mM, 10 μM de cada oligonucleotídeo, 1U de Taq DNA Polimerase e 1μL de DNA
diluído (1:20). O volume final das reações foi ajustado para 30μL com água Milli-Q
autoclavada. As reações de PCR foram realizadas em termociclador Applied
Biosystems (2720 Thermal Cycler). As condições de ciclo para a região ITS foram:
desnaturação inicial de 95°C por 2 minutos e 38 ciclos de 95°C por 1 minuto, 55°C por
30 segundos, 72°C por 45 segundos e um ciclo final de 10 minutos por 72°C. Para a
região COX 2, foi utilizado um ciclo de: 96 °C por 4 minutos, 24 ciclos de 96° C por 30
segundos; 50° por 30 segundos, 72° C por 1 minuto e um ciclo final de 72° C por 4
minutos. Os produtos de PCR foram submetidos à eletroforese em gel de agarose 1,2
% e corado com brometo de etídio, com posterior visualização realizada em um
transluminador. Em seguida, o produto de PCR foi enviado para purificação e
sequenciamento com os mesmos primers utilizados na amplificação.
3.4.3 Análises filogenéticas
As sequências de nucleotídeos foram montadas com o software Codon Code
Aligner v. 4.1.1 (www.codoncode.com) (Codon Code Corporation, Dedham,

25

Massachusetts, USA), e analisadas visualmente. O arranjo dos nucleotídeos em
posições ambíguas, foram corrigidos por comparação das sequências senso e antisenso. Sequências parciais obtidas para o gene ITS foram inicialmente analisadas
com o algoritmo BLASTn (ALTSCHUL et al., 1990) e o banco de dados de nucleotídeos
não-redundante GenBank (www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank), e também comparadas
com sequências no banco de dados Q-Bank Fungi para determinar as espécies
fúngicas com as quais elas compartilharam maior identidade de sequência.
Para identificação preliminar dos isolados, foi construída uma árvore
filogenética bayesiana com as sequências parciais do gene ITS. Para posicionamento
taxonômico definitivo, um subgrupo de isolados foi escolhido para obtenção de
sequências adicionais com os genes COX2, RPB2, EF-1 α. Foram então obtidas
filogenias para os dados concatenados das sequências parciais dos genes COX2,
RPB2, EF-1 α e ITS do subgrupo dos isolados obtidos neste trabalho e sequências
disponíveis no GenBank (Tabela 3).
Tabela 3 - Isolados incluídos nas análises de sequências multi-gene do isolado A1.8,
com detalhes de espécies, número de acesso das culturas e números de acessos do
GenBank.
Nº de acesso no GenBank
Nº acesso da
Espécies
cultura
ITS
COX2
Pythium sp.
CBS 113341
KF853244
KJ595414
P. attrantheridium
DAOM 230386
HQ643476
AB512889
P. recalcitrans
CBS 122440
DQ357833
KJ595423
P. spinosum
CBS 275.67
AY598701
KJ595366
P. kunmingense
CBS 550.88
AY598700
KJ595389
P. intermedium
CBS 266.38
AY598647
AB507410
P. sylvaticum
CBS 453.67
AY598645
KJ595383
P. debaryanum
CBS 752.96
AY598704
KJ595399
P. viniferum
CBS 119168
HQ643956
KJ595419
P. lucens
CBS 113342
HQ643681
KJ595415
P. violae
CBS 132.37
AY598717
KJ595345
P. abappressorium
CBS 110198
HQ643408
KJ595409
P. macrosporum
CBS 574.80
AY598646
AB512916
P. emineosum
CBS 124057
GQ244427
KJ595432
P. spiculum
CBS 122645
KF853242
KJ595425
P. mamillatum
CBS 251.28
AY598703
AB362325
P. paroecandrum
CBS 157.64
AY598644
DQ071391
P. cylindrosporum
CBS 218.94
AY598643
GU071762
P. cryptoirregulare
CBS 118731
HQ643515
GU071763
P. irregulare
CBS 250.28
AY598702
GU071760
Phytophthora capsici
P1319
FJ801727
GU221958
Autor, 2016.

26

Tabela 4 - Isolados incluídos nas análises de sequências multi-gene dos isolados A1.11,
A2.2, A3.1, A3.3 e A4.19, com detalhes de espécies, número de acesso das culturas e
números de acessos do GenBank.
Nº de acesso no GenBank
Espécies
Nº acesso da cultura
RPB2
TEF
KF255491
Fusarium falciforme
CBS 132905
KF255530
F. falciforme
NRRL 43529
JX171653
EF452965
F. solani
951071
.
.
F. solani
SVY2151
.
.
F. phaseoli
NRRL 22276
JX171608
EF408415
F. virguliforme
NRRL 22825
EU329533
AF178357
F. ambrosium
NRRL 20438
JX171584
AF178332
JF741154
F. lacertarum
NRRL 52753
JF740828
F. lacertarum
NRRL 20423
JX171581
GQ505593
GQ505594
F. equisetei
NRRL 20697
JX171595
F. equiseti
NRRL 13402
JX171566
GQ505592
F. inflexum
NRRL 20433
JX171583
AF008479
HM347116
F. oysporum
NRRL 25378
HM347208
F. oysporum
NRRL 54984
KC808364
KC808225
F. dimerum
NRRL 36140
HM347218
HM347133
Tabela 5 - Isolados incluídos nas análises de sequências multi-gene do isolado A3.18,
com detalhes de espécies, número de acesso das culturas e números de acessos do
GenBank
Nº de acesso no
GenBank
Espécies
Nº acesso da cultura
RPB2
TEF
DQ301747
DQ301680
Rhizoctonia solani
CBS 206.84
DQ301730
DQ301677
R solani
CBS 140.82
R solani
CBS 207.84
DQ301748 DQ301681
R solani
SJ07
DQ301755 DQ301755
DQ301734
DQ301666
R solani
SA1-1
DQ301749
DQ301682
R solani
CBS 208.84
DQ301735
DQ301667
R solani
Rhs1AP*
DQ301754
DQ301688
R solani
SJ02
DQ301737
DQ301669
R solani
Rh-165
DQ301739
DQ301671
R solani
GM 10
DQ301740
DQ301672
R solani
OHT-1-1
DQ301741
DQ301673
R solani
76Rs
DQ301744
DQ301676
R solani
CBS 101782
DQ301742
DQ301674
R solani
S-21
DQ301750
DQ301684
R solani
CBS 346.84
R solani
CBS 293.31
DQ301729 DQ301683
Tulasnella pruinosa
AFTOL
DQ381839 DQ061274
Fonte: autor, 2016

27

3.5 Caracterização morfocultural
A caracterização morfológica dos isolados baseou-se no tamanho e forma de
50 conídios e estruturas de reprodução de cada gênero fúngico obtido, sendo
observados com auxílio de microscópio óptico, com um aumento de 40x. Para
visualização das estruturas, os isolados foram mantidos em meio de cultura BDA à
temperatura de 25 ± 1 °C por 10 dias e fotoperíodo de doze horas. Para a obtenção
das estruturas de frutificação foi utilizando o método de microcultura em ágar-água
para cada gênero. Posteriormente foram capturadas imagens das características
morfológicas de cada isolado. As imagens foram projetadas em monitor através do
software Cell senses Standard, para em seguida serem realizadas medições das
estruturas identificadas.
Para caracterização cultural, discos de BDA (5mm) contendo o micélio do
patógeno foram retirados da borda da colônia cultivada por sete dias. Estes foram
transferidos, individualmente, para o centro de placas de Petri contendo meio BDA
sintético. Os tratamentos foram mantidos em estufa incubadora BOD a 25°C ± 1°C e
fotoperíodo de doze horas, dispostas em delineamento inteiramente casualizado, com
seis repetições, sendo cada repetição constituída por uma placa de Petri. Foram
realizadas avaliações diárias do crescimento micelial das colônias (mm) em duas
direções opostas no fundo externo das placas, com auxílio de um paquímetro digital,
durante sete dias. Também foram observadas as colorações das colônias e o aspecto
do micélio aéreo.
As médias obtidas das mensurações foram utilizados para calcular o
índice de crescimento micelial – ICM (mm/dia) pela seguinte fórmula:
ICM = C1 + C2 … + Cn
N1 N2
Nn
Onde:
ICM= índice de crescimento micelial
C1= crescimento micelial no primeiro dia
N= número de dias

28

3.6 Efeito da Interação entre Pythium, Fusarium e Rhizoctonia no damping-off na
cultura do coentro.

Foram realizados dois experimentos paa analisar o efeito da interação entre
patógenos. No primeiro experimento, utilizou-se bandejas plásticas com capacidade
para 600g de solo, onde foram depositados 500g de solo autoclavado por repetição.
Os inóculos dos patógenos foram produzidos conforme o item 3.2.1.
Os tratamentos consistiram de inoculações com patógenos individuais, bem
como a interação entre eles, da seguinte forma: Pythium, Fusarium, Rhizoctonia,
Pythium + Fusarium, Pythium + Rhizoctonia, Fusarium + Rhizoctonia, Pythium +
Rhizctonia + Fusarium e testemunha sem patógeno. Os isolados utilizados neste
experimento foram: A1.18, A2.2 e A3.18 de Pythium, Fusarium e Rhizoctonia,
respectivamente. Cada tratamento foi constituído de três repetições, sendo cada
repetição representada por 20 sementes. O delineamento experimental foi
inteiramente casualizado (DIC), com oito tratamentos, incluindo a testemunha.
Foram analisadas as porcentagens de tombamento e germinação nas
interações entre os patógenos, e a ação individual de cada um deles durante quatorze
dias. Também foram realizados reisolamentos para identificação dos microsganismos
qu causaram tombamento em cada tratamento. O segundo experimento foi montado
após o termino do primeiro, onde os restos vegetais de cada tratamento foram
incorporados e deixados em repouso durante quinze dias. Em seguida realizou-se o
plantio de vinte sementes de coentro por repetição e foram avaliadas a porcentagem
de germinação e tombamento, bem como o isolamento para identificação dos
microrganismos que causaram tombamento.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância (ANOVA) e as
médias comparadas pelo teste de Scott-knott em nível de 5% de probabilidade,
utilizando o programa ASSISTAT 7.6 beta desenvolvido por Santos e Silva (2013).

29

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Obtenção dos Isolados e testes de patogenicidade
A partir dos isolamentos realizados em plântulas com sintomas de tombamento,
foram obtidos sete isolados, sendo cinco pertencentes ao gênero Fusarium (A1.11,
A2.2, A3.1, A3.3 A4.19), um ao gênero Rhizoctonia (A3.18), e um pertencente ao
gênero Pythium (A1.8).
Todos os isolados apresentaram patogenicidade, causando sintomas a partir
do décimo dia após o plantio, quando foram observados sintomas distintos, de acordo
com o patógeno inoculado (Figura 2).
As plântulas infectadas por Pythium, apresentaram clorose foliar e lesões
encharcadas na base do caule e podridão de raízes (Figura 2A). Estes mesmos
sintomas foram descritos por Garibaldi et al., (2010), em experimentos realizados na
Itália em cultivos de coentro.
Nas plântulas infectadas por Fusarium, pode ser observado clorose foliar,
necrose do tecido vascular e podridão de raízes (Figura 2B). Estévez de Jensen
(2009), descreveu sintomas semelhantes a estes como clorose foliar, nanismo,
necrose do tecido vascular e podridão de raízes e da coroa, em cultivos hidropônicos
de coentro em Porto Rico.
No teste com Rhizoctonia, as plântulas apresentaram, folhas cloróticas, tecido
vascular necrosado e podridão de raízes (Figura 2C), sintomas estes também
observados por Madia, M. et al., (1995) em estudo sobre podridão basal causada por
Rhizoctonia solani em coentro.
Todas as plantas inoculadas tiveram os respectivos patógenos confirmados
após o reisolamento.
Figura 2 – Plântulas com sintomas de tombamento, apresentando descoloração foliar,
necrose no sistema vascular e podridão de raízes. A - Pythium, B - Fusarium e C Rhizoctonia.

Fonte: Autor, 2016

30

4.2 Caracterização Molecular
4.2.1 Gênero Fusarium
As amplificações utilizando-se os primers EF1R/EF1R e 5F2/7CR geraram
fragmentos com aproximadamente 700 e 990pb, para os genes TEF e RPB2
respectivamente.
As sequências obtidas foram concatenadas e utilizadas para construção de
uma árvore filogenética que permitiu a identificação do isolado A4.19 como F.
falciforme pertencente ao complexo solani, o isolado A3.3 como F. lacertarum
pertencente ao complexo incarnatum-equiseti e os isolados A1.11, A2.2, A3.1 como
F. inflexum pertencentes ao complexo oxysporum (Figura 3). A comparação das
sequências obtidas com aquelas depositadas no NCBI, utilizando a ferramenta
BLAST, revelou identidades variando de 99 e 100% para as respectivas espécies.
Figura 3 - Árvore filogenética de Inferência Bayesiana com sequências de isolados de
Fusarium spp. considerando as regiões genômicas TEF e RPB2 de maneira
concatenada.

31

Este é o primeiro relato no mundo de F. falciforme, F. inflexum e F. lacertarum
ocasionando tombamento de plantulas na cultura do coentro.
Espécies de F. solani pertencentes ao complexo solani, já foi relatada
ocasionando damping off em cultivos hidroponicos de coentro em Porto Rico
(ESTÉVEZ DE JENSEN, 2009). Dentro do complexo oxysporum, a espécie F.
oxysporum já foi relatada causando damping off na cultura do coentro, na California e
Índia (KOIKE, 2005; SINGH, 2009). Espécies de F. lacertarum já foram relatados no
Brasil por Polleto et al. (2015), porém, causando damping off em plantas de Casuarina
equisetifolia.

4.2.2 Gênero Pythium

A análise molecular utilizando os genes ITS e COX2, permitiu identificar o
isolado A1.8 como P. irregulare. As sequências obtidas para ambos os genes, foram
utilizadas para construção de uma árvore filogenética de inferência Baysianade de
maneira concatenada (Figura 4). As amplificações utilizando estes genes, gerou
fragmentos de aproximadamente 1000 e 600 pb, respectivamente. Ao comparar as
sequências obtidas com as sequências depositadas no NCBI, utilizando a ferramenta
BLAST, o isolado A.18, demonstrou 99 e 100% de identidade com outros isolados de
P. irregulare, respectivamente.

32

Figura 4 - Árvore filogenética de Inferência Bayesiana com sequências de isolados de
Pythium spp. e Phytophthora capsici considerando as regiões genômicas ITS e COX2
de maneira concatenada.

Esse é o primeiro relato de P. irregulare, causando tombamento de plântulas
de coentro no Brasil e no mundo. Porém, outras espécies como, P. ultimum e P.
dissotocum já foram relatadas causando damping-off em coentro na Itália e em Porto
Rico, respectivamente (GARIBALDI et al., 2010; ROMERO et al., 2012).
Hyde et al. (2014), estudando a taxonomia e filogenia molecular de espécies
do gênero Pythium, destacaram que a espécie P. irregulare está classificada no clado
F, que engloba algumas espécies como: P. intermedium, P.cryptoirregulare, P.
macrosporum, P. recalcitrans, onde as espécies inseridas apresentam algumas
características morfológicas semelhantes.

33

A espécie P. Irregulare atualmente tem sido relatada em mais de 200 espécies
hospedeiras, como por exemplo: abacaxi, cereais, gramíneas, pimenta, morango,
milho, soja, pepino, cebola, cenoura entre outras (VAN DER PLAATS-NITERINK,
1981; FARR et al. 2008). Além disso, está entre as espécies fitopatogênicas mais
importantes do mundo para o gênero Pythium junto com P. ultimum, P
aphanidermatum e P. myriotylum (TRIGIANO et al., 2004).
4.2.3 Gênero Rhizoctonia
As amplificações utilizando-se os primers ITS1/ITS4, EF645F/EF1190R e
6F/71R geraram fragmentos de 530, 371 e 802 pb, para os genes ITS, TEF e RPB2
respectivamente.
A comparação das sequências obtidas com sequências depositadas no NCBI,
utilizando a ferramenta BLAST, revelou identidades variando de 99, 100 e 100%
respectivamente com isolados de Rhizoctonia solani. As sequências obtidas foram
concatenadas e utilizadas para construção de uma árvore filogenética de inferência
Baysiana, que permitiu identificar o isolado A1.18 de R. solani, como pertencente ao
grupo de anastomose 4 (AG-4) (Figura 5).

34

Figura 5 - Árvore filogenética de Inferência Bayesiana com sequencias de isolados de
Rhizoctonia solani e Tulasnella pruinosa considerando as regiões genômicas ITS, TEF
e RPB2 de maneira concatenada.

Esse é o primeiro relato de espécies de R. solani, associadas ao damping off
na cultura do coentro no Brasil.p Madia, M (1995) relatou espécies de R. solani
associadas ao tombamento de plantulas na cultura do coentro, em Buenos Aires.
O grupo de anastomose AG-4 engloba patógenos associados ao damping off
em uma ampla gama de hospedeiros como hortaliças, beterraba, amendoim, soja,
dentre outras (Kuninaga & Yokosawa, 1984).
4.3 Caracterização morfocultural
4.3.1 Gênero Fusarium

35

Os isolados do gênero Fusarium quando analisados morfologicamente em
microscópio óptico apresentaram características distintas para alguns isolados. Os
isolados A3.1 e A4.19 apresentaram apenas microconídios hialinos, unicelulares, com
formato cilíndrico a oval, com tamanho variando de 6,58-3,04 e 5,95-2,84 µm de
comprimento e 2,08-0,82 e 2,16-0,86 µm de largura respectivamente, e com relação
C/L de 3,63 e 3,03 µm respectivamente, com clamidósporos ausentes. Apesar da
ausência de macroconidios não ser uma característica morfológica habitual, outros
autores já relataram essa ocorrência para esse gênero (DORIA, 2012).
Já os isolados A1.11, A2.2 e A3.3 apresentaram macroconídios hialinos,
fusiforme, falcados, apresentando de quatro a 5 septos, com tamanho variando de
13,67-7,01, 20,86-5,72 e 15,23-7,00µm de comprimento e largura 6,77-2,70, 11,473,63 e 9,97-3,74 µm respectivamente, e relação C/L de 4,22, 5,31 e 6,42 µm
respectivamente. Os microconídios apresentaram-se hialinos, unicelulares, com
formato cilíndrico a oval, com tamanhos variando de 5,16-2,04, 5,62-2,75 e 5,02-1,98
µm e largura variando em 2,05-0,97, 1,79-0,88 e 1,82-0,91 µm respectivamente, com
presença de clamidósporo nos três isolados (Figura 6). Resultados semelhantes foram
observados por Lazarotto (2013) em estudos de identificação e caracterização de
isolados de Fusarium spp. associados a Nogueira-pecã, onde os isolados
apresentaram a produção de macro e microconidios e presença de clamidósporos.
Figura 6 - Caracteristicas morfológicas dos isolados de Fusarium. (A) –microconidios
e clamidósporos do isolado A1.11; (B) - macro e microconídios do isolado A2.2; (C) –
microconídios do isolados A3.1; (E) macro e microconidios do isolado A3.3; (F) microconídios do isolado A4.19

Fonte: Autor, 2016

36

Para caracterização cultural, os isolados A1.11, A2.2, A3.1, A3.3 A4.19
pertencentes ao gênero Fusarium sp. obtiveram um índice de crescimento micelial
(ICM) de 8,9mm, 8,3mm, 6,2mm, 8,6mm e 8,8mm/dia respectivamente. Apresentaram
micélio aéreo reduzido (colônias com o micélio crescido rente ao meio de cultura). Em
relação a coloração das colônias o isolado A3.3 apresentou coloração bege no verso
e no reverso, o isolado A1.11 uma coloração no verso e reverso das placas bordas
brancas com centro violeta, o isolado A2.2 bordas esbranquiçadas e centro com uma
coloração vermelho carmim, e no reverso vermelhor carmim, o isolado A4.19
apresentou uma coloração branca no verso e bege no seu reverso e o isolado A3.1
uma coloração com bordas brancas com centro violeta e reverso bordas creme com
centro violeta (Figura 7).
Conforme proposto por Nelson et al. (1983), a taxonomia de espécies do
gênero Fusarium, utilizando apenas características morfoculturais é bastante
controversa, sendo de fundamental importância a caracterização filogenética.
Figura 7 - Coloração das colônias obtidas em meio BDA dos 5 isolados obtidos do
tombamento de plântulas de coentro, verso e reverso das placas.

Fonte: Autor, 2016

4.3.2. Gênero Rhizoctonia
O isolado A3.18 pertencente ao gênero Rhizoctonia quando analisado
morfologicamente apresentou a formação de hifas septadas, bem definidas e em
angulação de 90º graus, e foi observada a produção de escleródios. Características

37

essas que também foram observadas por Oliveira et al. (2014) para o isolado de
Rhizoctonia solani na cultura do algodão (Figura 8).

Figura 8 - Caracteristicas morfológicas do isolado A3.18 de Rhizoctonia. (A-B) - hifas
septadas formando ângulo de 90º; (C) – escleródios.

Fonte: Autor, 2016

Este isolado apresentou índice de crescimento micelial (ICM) de 18,6 mm/dia,
apresentou micélio aéreo reduzido, e uma coloração inicialmente branca envoluindo
para bege no verso e no reverso evoluindo para marrom com o envelhecimento
(Figura 9). Dados semelhantes foram obtidos por Nechet et al. (2006) em um trabalho
de caracterização de isolados de Rhizoctonia spp., associados a mela do feijão-caupi,
coletados em Roraima, onde observaram que todos os isolados apresentaram
colônias de coloração inicialmente branca, que se tornavam bege e com o
envelhecimento a coloração evoluria para uma tonalidade marrom a marrom escuro.
Figura 9 - Coloração das colônias obtidas em meio BDA sintetico do isolado A3.18
obtidos do tombamento de plântulas de coentro, verso (A) e reverso da placa (B).
A
B

Fonte: Autor, 2016

4.3.3 Gênero Pythium.
O isolado A1.8 de P. irregulare apresentou micélio hialino e asseptado, onde
se observou estruturas assexuadas como os esporângios que apresentaram-se

38

globosos, não papilados, terminais e intercalares, com diâmetro variando de 22,05 10,9 µm de comprimento e largura variando de 10,74 - 6,35 µm com relação C/L de
1,92 µm, e estruturas de reprodução sexuada como oogônio que são de formato
esférico, com o comprimento variando de 11,45 - 9,2 µm e largura variando de 12,7 –
8,65 µm com relação C/L de 1,04 µm, e anterídio em número de 1 a 2 por oogônio.
De acordo com a chave taxonômica proposta por Van der Plaats-Niterink (1981), as
descrições morfológicas da espécie do isolado de Pythium aproximaram-se da
espécie P. irregulare. Garzón et al. (2007) observaram características semelhantes ao
isolado A1.8 em estudos sobre espécies de P. irregulare (Figura 10).
Figura 10 - Estruturas de propagação de Pythium irregulare. Esporângios (A); oósporos
(B); oogônio com anterídio (C).

Fonte: Autor, 2016

O isolado A1.8 pertencente ao gênero Pythium obteve índice de crescimento
micelial (ICM) de 22,8mm/dia e micélio aéreo reduzido. Apresentou tanto no verso
quanto reverso coloração branca (Figura 11).

39

Figura 11 - Coloração das colônias obtidas em meio BDA sintético do isolado A1.8
obtido a partir do isolamento de plântulas de coentro tombadas, verso (A) e reverso (B)
da placa.

A

B

Fonte: Autor, 2016

4.4 Efeito da Interação entre F. inflexum, P. irregulare e R. solani no tombamento
da cultura do coentro.
Quando o inóculo de P. irregulare foi depositado no solo isoladamente, o
estande médio de plântulas de coentro foi de 16,67, sendo que mais da metade
dessas plântulas apresentaram tombamento (Figura 12). A deposição do inóculo de
R. solani isoladamente resultou num estande de 14,67 plântulas e porcentagem de
tombamento ligeiramente superior a 60% (Figura 12). No tratamento com Fusarium, o
estande foi reduzido para 10,67 plântulas e o tombamento superou os 70% (Figura
12).
Todos os tratamentos onde se procedeu a inoculação de mais de um patógeno
simultaneamente resultaram no aumento da incidência de tombamento e redução da
germinação das sementes de coentro, conforme verificado na Figura 12. A
combinação de inóculo de P. irregulare e F. inflexum resultou em estande de 8,67
plântulas e tombamento de quase 70%. Pieczarka & Abawi (1978), relataram na
cultura do feijoeiro, que o dano provocado por P. ultimum predispôs às plantas à
infecção por F. solani, resultando em maior dano em relação àqueles produzidos pelos
patógenos isoladamente.
No tratamento representado pela combinação de inóculos de P. irregulare e R.
solani, o estande verificado foi de 12,67 plântulas e o tombamento da ordem de 70%.
Para o tratamento com inóculos de F. inflexum e R. solani o estande foi reduzido a
7,67 plântulas e o tombamento alcançou os 91,67%. Finalmente, o tratamento que
combinou os inóculos de P. irregulare, R. solani e F. inflexum, resultou em um estande
médio de 6,67 plântulas e percentual de tombamento de quase 96% (Figura 12).

40

Tanaka et al. (1995), em estudos com patógenos radiculares associados à
cultura do morangueiro, observaram resultados semelhantes aos deste trabalho, onde
as lesões radiculares foram mais frequentes nos tratamentos onde se inoculou R.
solani na presença de Fusarium sp. Observaram também que as lesões radiculares
foram mais frequentes nos solos inoculados com os três patógenos em conjunto.
A incorporação dos restos culturais ao solo, seguido de novo plantio,
proporcionou redução da germinação e aumento do tombamento de plântulas do
coentro, conforme constatado na figura 6. Fenille (1999) em estudos sobre o efeito da
incorporação de restos de material vegetal no solo sobre a patogenicidade de
Rhizoctonia sp., observou que nos tratamentos onde foram incorporados materiais
orgânicos, a tendência foi de aumento na porcentagem de tombamento à medida que
se aumentou o tempo de permanência do patógeno no solo na ausência do
hospedeiro, o que está relacionado ao incremento da disponibilidade de nutrientes, e
ao favorecimento da atividade saprofítica de Rhizoctonia.
Em estudos envolvendo a cultura da soja, Adee et al. (1994) relataram grande
severidade de podridão parda da haste (Scletotina sclerotiorum), devido à alta
densidade de inóculo do patógeno nos restos culturais incoroporados, e à lenta
decomposição desses resíduos. Em um novo estudo, Adee et al. (1997) observaram
maior quantidade de propágulos do fungo em restos infectados de soja posicionados
na superfície do solo. Observaram também que os resíduos de restos culturais,
mantem viáveis patógenos necrotróficos causadores de doenças à cultura como
também hospedam alguns patógenos de outras espécies. Por outro lado, Chang
(1994) verificaram elevada mortalidade de plantas de Alstroemeria infectadas com
Pythium, Rhizoctonia e Fusarium em associação.
Quando se inoculou os patógenos separadamente, foram reisolados os
respectivos patógenos: P. irregulare, R. solani e F. inflexum. Quando se inoculou mais
de um patógeno o resultado variou. De um modo geral P. irregulare apresentou menor
capacidade de competição, pois em nenhuma combinação foi reisolado. Quando se
inoculou F. inflexum e R. solani ambos os patógenos foram reisolados, mesma
situação verificada quando os três patógenos foram inoculados. Resultados
semelhantes foram encontrados por Chang (1994), que reisolou F. oxysporum e R.
solani em 90% de plantas de Alstroemeria cultivadas em solos infestados com os três
patógenos simultaneamente.

41

Figura 12 - Comparação entre os experimentos 1 e 2, em relação as médias da
porcentagem de germinação e tombamento da cultura do coentro. (A) - germinação e
(B) - tombamento.

42

* T= testemunha, P= P. irregulare, R= R. solani, F= F. inflexum, P + F= P. irregulare + F. inflexum, P+R= P.
irregulare + R. solani, F+R= F.inflexum + R. solani, P+F+R= P. irregulare + F. inflexum + R. solani, Experimento I
= sem incorporação dos restos vegetais, Experimento II = com incorporação dos restos vegetais. Letras iguais no
gráfico não diferem estatisticamente no teste de Scott-Knott ao nível de 5 % de propabilidade.

43

Conclusão


Fusarium inflexum, F. lacertarum, F. falciforme, Pythium irregulare e
Rhizoctonia solani, foram identificados como responsáveis pelo tombamento
de plântulas de coentro na região de Arapiraca-AL.



Esse é o primeiro relato de P. irregulare e F. inflexum, F. lacertarum e F.
falciforme causando damping-off em plântulas de coentro no mundo e o
primeiro relato de R. solani causando tombamento de plântulas no Brasil.



As inoculações simultâneas de F. inflexum, P. irregulare e R. solani,
aumentaram a incidência do tombamento e reduziram o estande de plântulas
de coentro.



A incorporação de plântulas de coentro infectadas e subsequente cultivo de
coentro diminuiu a porcentagem de germinação e elevou a incidência do
tombamento.

44

Referências

ADEE, E.A.; GRAU, C.R.; OPLINGER, E.S. Inoculum density of Phialophora
gregata related to severity of brown stem rot and yield of soybean in microplot
studies. Plant Disease, v.79, p.68-73, 1994.
ADEE, E.A.; GRAU, C.R.; OPLINGER, E.S. Population dynamics of Phialophora
gregata in soybean residue. Plant Disease, v.81, p.199-203, 1997.
AGUIAR, C. Botânica para Ciências Agrárias e do Ambiente. Sistemática.
Instituto Politécnico de Bragança, v. 3, p. 87-88, 2012.
ALTSCHUL S.F. et al. Basic local alignment search tool. Journal of Molecular
Biology, v. 215, 403-410, 1990.
AMIR, H.; Alabouvette, C. Involvement of soil abiotic factors in the mechanisms of
soil suppressiveness to Fusarium wilts. Soil Biology and Biochemistry, v.25,
p.157-164, 1993
AMORIM, L.; REZENDE, J.A.M. & BERGAMIN FILHO, A. eds. Manual de
Fitopatologia. Volume 1 - Princípios e Conceitos. 4ª Edição. Editora Agronômica
Ceres Ltda. São Paulo, 2011.
ARAPIRACA. Relatório das características socioeconômicas e culturais do município
de Arapiraca-AL. Arapiraca: UFAL, 2007.
BARBOSA, M.A.G. et al. Biocontrole de Rhizoctonia solani em caupi pelo tratamento
de sementes com Pseudomonas spp. fluorescentes. Summa Phytopathologica, v.
21, p. 151-157, 1995.
BAKER, K.F. Types of Rhizoctonia solani diseases and their occurence. In:
PARMETER, J.R., (ed.). Rhizoctonia solani. Biology and Pathology. Berkeley,
University of California, p.189-199, 1970.
BRASIER, C.M.; RAYNER, A.D.M. Whiter terminology below the species level.
Evolutionary Biology of the Fungi. Cambridge Univ. Press, 1987.
BINAGWA, P.H. et al. Morphological and molecular identification of Pythium spp.
isolated from common beans (Phaseolus vulgaris) infected with root rot
disease. African Journal of Plant Science, v. 10, n. 1, p. 1-9, 2016.
BOLKAN, H.A.; RIBEIRO, W.R.C. Anastomosis group and pathogenicity of
Rhizoctonia solani isolates from Brazil. Plant Disease, v. 69, p.599-601, 1985.
CABI Biosciences. Index Fungorum. 2004 Disponível em:
<http://www.indexfungorum.org> Acesso em: maio, 2016.
CAMPACI, C.A.; FIGUEIREDO, M.B. Ocorrência de rizoctonioze em amendoim. O
Biológico, v. 30, p. 267-8, 1964.

45

CARLING, D.E.; SUMNER D.R. Rhizoctonia. In: SINGLETON, L.L., MIHAIL, J.D.,
RUSH, C.M. (eds.). Methods for research on soilborne phytopathogenic fungi.
St. Paul: American Phytopathological Society, p.157-65, 1992.
CARRUBBA, A. Nitrogen fertilisation in coriander (Coriandrum sativum L.): a review
and meta-analysis. Journal of the Science of Food and Agriculture, London, v.
89, p. 921–926, 2009.
CASTELLANI, A. Maintenance and cultivation of the common pathogenic fungi of
man sterile distilled water. Journal of Tropical Medicine and Hygiene, v.70, p. 181
184, 1967.
CERESINI, P.C.; SOUZA, N.L. Associação de Rhizoctonia spp. binucleadas e R.
solani Kühn AG4 HGI e AG 2-2 IIIB ao feijoeiro (Phaseolus vulgaris L.) no Estado se
São Paulo. Summa Phytopathologica, v. 23, p. 14-24, 1996.
CHANG, K. F. et al. Effect of interactions between Fusarium, Rhizoctonia, and
Pythium on root and rhizome rot of Alstroemeria/Die Wirkung von Interaktionen
zwischen Fusarium, Rhizoctonia und Pythium auf die Wurzel-und Rhizomfäule von
Alstroemeria. Zeitschrift für Pflanzenkrankheiten und Pflanzenschutz/Journal of
Plant Diseases and Protection, p. 460-466, 1994.
CHET, I.; BAKER, R. Induction of suppressiveness to Rhizoctonia solani in
soil. Phytopathology, v.70, p.994-998, 1980.
COOKE, D.E.L. et al. A molecular phylogeny of Phytophthora and related
Oomycetes. Fungal Genetics and Biology, v. 30, p. 17–32. 2000.
CUBETA, M. A.; VILGALYS, R. Population biology of the Rhizoctonia solani
complex. Phytopathology, v.87, p.480-484, 1997.
DARUGHE, F., BARZEGAR, M., SAHARI, M.A. Antioxidant and antifungal activity of
Coriander (CoriandrumsativumL.) essential oil in cake. International Food
Research Journal, v. 19, p. 1253-1260, 2012.
DIEDERICHSEN, A. Coriander, Coriandrum sativum L., IPGRI, Gatersleben, 83p.,
1996.
EDUCAR. USP. Aspectos Sociais e Econômicos de Arapiraca. Disponível em:
http://educar.sc.usp.br/biologia/cp/Arapiraca/relatorio.html. 2006.
EIDI, M. et al. Effect of coriander seed (Coriandrum sativum L) ethanol extract on
insulin release from pancreatic beta cells in streptozotocininduced diabetic rats. J.
Phytother. Res. v. 23, p. 404-406, 2012.
ELOY, A.P. et al. Natureza da supressividade de solo à murcha-de-fusário do caupi e
dinâmica populacional de Fusarium oxysporum f.sp. tracheiphilum. Summa
Phytopathologica, v.30, p.209-218, 2004.

46

EMBRAPA. Manual de métodos de análises de solo. 2. ed. Rio de Janeiro:
EMBRAPA Solos, 1997. 212p.
ESTÉVEZ DE JENSEN, C.; ABAD, G.Z. Fusarium solani species complex newly
identified to cause root rot in hydroponically grown lettuce and cilantro in Puerto Rico.
Plant Pathology, v. 19, p. 801, 2009.
FARR, D.F. et al. Online. Bases de dados de fungos, Botânica Sistemática e
Laboratório de Micologia, ARS, USDA, 2004.
FENILLE, R.C.; CIAMPI, M.B.; KURAMAE, E.E.; SOUZA, N.L. Identification of
Rhyzoctonia solani associated with soybean in Brazil by rDNA-ITS sequences.
Fitopatologia Brasileira, v. 28, p. 413-419, 2003.
FENILLE, R. C.; SOUZA, N.L. Notas científicas efeitos de materiais orgânicos e da
umidade do solo na patogenicidade de rhizoctonia solani kühn ga-4 hgi ao
feijoeiro1. Pesq. agropec. bras., Brasília, v. 34, n. 10, p. 1959-1967, 1999.
FILGUEIRA, F.A.R. Novo Manual de Olericultura: Agrotecnologia moderna na
produção e comercialização de hortaliças. 2.ed. Viçosa: UFV, 2003. 412p.
FURLETTI, V.F. et al. Action of Coriandrum sativum L. essential oil upon oral
Candida albicans biofilm formation. Evidence-Based Complementary and
Alternative Medicine, v. 2011, 9p., 2011.
GARIBALDI, A; GILARDI, G.; GULLINO, M.L. First Report of Collar and Root Rot
Caused by Pythium ultimum on Coriander in Italy. Plant Disease, v. 94, p. 1167,
2010.
GARZÓN, Carla D.; YÁNEZ, Jeniffer M.; MOORMAN, Gary W. Pythium
cryptoirregulare, a new species within the P. irregulare complex. Mycologia, v. 99, n.
2, p. 291-301, 2007.
GHINI, R.; SCHOENMAKER, I.A.S.; BETTIOL, W. Solarização do solo e
incorporação de fontes de matéria orgânica no controle de Pythium spp. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, v. 37, n. 9, p. 1253-1261, 2002.
GIL, A. et al. Coriander essential oil composition from two genotypes grown in
diferente environmental conditions. Journal of the Science of Food and
Agriculture, v. 50, p. 2870-2877, 2002.
GUPTA, M. et al. First report of bacterial spot in coriander caused by Pseudomonas
syringae pv. coriandricola in Índia. Plant Disease, v. 97, p.418, 2013.
HARDHAM, A.R. Cell biology of plant-oomycete interactions. Cellular
Microbiology, v. 9, p. 31-39, 2007.
HENDRIX, F.F.; CAMPBELL, W.A. Pythium as a plant pathogen. Annual Review of
Phytopathology, v.11, p. 77-98, 1973.

47

HUDSPETH, D.S.S.; NADLER, S.A.; HUDSPETH, M.E.S. A COX2 molecular
phylogeny of the Peronosporomycetes. Mycologia, v. 92, p. 674–684, 2000.
HÖPER, H.; STEINBERG, C.; ALABOUVETTE, C. Involvement of clay type and pH in
the mechanisms of soil suppressiveness to Fusarium wilt of flax. Soil Biology and
Biochemistry, v. 27, p. 955-967, 1995.
HYDE, Kevin D. et al. One stop shop: backbones trees for important phytopathogenic
genera: I (2014). Fungal Diversity, v. 67, n. 1, p. 21-125, 2014.
IBGE. IBGE Cidades: Produção Agricola Municipal 2006. Disponivel em: <
http://www.cidades.ibge.gov.br/xtras/home.php >. Acesso em: abril de 2016, 2006.
ISLA SEMENTES, 2003. Coentro Verdão Substitui o Coentro Palmeira.
Disponível em: <www.isla.com.br/artigo.cgi/coentro-verdao-substitui-o-coentropalmeira>. Acesso em: 24 jul. 2009
JARVIS, W. R. Managing diseases in greenhouse crops. 2. ed. St. Paul: APS Press,
1992. 288 p.
JOLY, A.B. Botânica: introdução à taxonomia vegetal. São Paulo: Editora Nacional.
2002. 777p.
KOIKE, S. T; GORDON, T. R. First report of Fusarium wilt in cilantro caused by
Fusarium oxysporum in California. Plant Disease, v. 89, p. 1130, 2005.
KUCHAREK, T.; MITCHELL, D. Diseases of agronomic and vegetable crops
caused by Pythium. Plant Pathology Fact Sheet. University of Florida, 2000.
Disponível em: <http://128.227.207.24/takextpub/factSheets/pp53.pdf> . Acesso em:
jun. 2016.
KURAMAE, E.E. et al. Identification of Rhizoctonia solani AG 1-IB in Lettuce, AG 4
HG-I in Tomato and Melon, and AG 4 HG-III in Broccoli and Spinach, in Brazil.
European Journal of Plant Pathology, v. 109, p. 391-395, 2003.
LATORRE, B.A. Cucurbitaceae, enfermedades. In: LATORRE, B. A., VAUGHAN,
M.A., AGUILAR, P.G. Plagas de las hortalizas: Manual de manejo integrado.
Santiago: FAO, 1990, p.155- 180.
LAZAROTTO, M. identificação e caracterização de fusarium spp. e pestalotiopsis
spp. associados a carya illinoinensis no rio grande do sul. 2013.
LEACH, L.D.; GARBER, R.H. Control of Rhizoctonia solani. In: PARMETER, J.R.,
ed. Rhizoctonia solani: biology and pathology. Berkeley, University of California,
1970. 478p.
LEE, Y. A; LIU, Y. H. First Report of Bacterial Leaf Blight of Coriander Caused by
Xanthomonas campestris pv. coriandri in Taiwan. Plant Disease, v. 88, p. 910, 2004.

48

LÉVESQUE C.A; De COCK A.W. Molecular phylogeny and. taxonomy of the genus
Pythium. Mycological Research 108: 1363–1383, 2004.
LESLIE, J.F.; SUMMERELL, B. A. The Fusarium laboratory Manual. Sydney,
Blakwell. 2006, 388p.
LIMA, M.F. et al. Coriander: a New Natural host of Groundnut ring spot virus in Brazil.
Plant Disease, v.83, p.878, 1999.
LOPES, Edson Batista et al. Influência de fatores químicos do solo sobre incidência
do mal-do-Panamá na bananeira cv. Pacovan na Paraíba. Revista de Biologia e
Ciências da Terra, v. 8, n. 1, p. 100-109, 2008.
LIU, Z. L.; SINCLAIR, J. B. Differentiation of intraspecific groups within anastomosis
group 1 of Rhizoctonia solani using ribosomal DNA internal transcribed spacer and
isozyme comparisons. Canadian Journal of Plant Pathology, Ontario, v. 15, p.
272-280, Dec. 1993.
LIU, Y.; WHELEN, S.; HALL, B. Phylogenetic relationships among ascomycetes:
evidence from an RNA polymerase II subunit. Molecular Biology and Evolution, v.
16, p. 1799-1808, 1999.
LUZ, E.D.M.N. et al. Doenças causadas por Phytophthora no Brasil. Campinas:
Editora Rural, p. 1-22, 1996.
MADIA, M.; GAETÁN, S. Podredumbre basal y radicular del coriandro causada por
Rhizoctonia solani Khün. Bol. San. Veg. Plagas, v. 21, p. 573-576, 1995.
MARI, A. (2009) Coentro. Aphortesp - Associação dos Produtores de Horti-Fruti do
Estado de São Paulo. Disponível em:< http://www.aphortesp.com.br/coentro.html>.
Acesso em: abril, 2016.
MAROUELLI, W.A. Controle da irrigação como estratégia na prevenção de doenças
em hortaliças. A Lavoura. 2004. Disponível em:
<http://www.sna.agr.br/artigos/651/HORTICULTURA.pdf. Acesso: maio 2016
MARTIN, F.N.; LOPER, J.E. Soilborne diseases caused by Pythium spp: ecology,
epidemiology, and prospects for biological control. Critical Reviews in Plant
Sciences, v. 18, p. 111-181, 1999.
MATSUOKA, K.et al. Brássicas, doenças causadas por fungos e bactérias. Informe
Agropecuário, v. 11, p.22-6, 1985.
MAYA B., S.M. Influencia de factores edáficos y de los componentes del patosistema
Fusarium oxysporum f.sp. ciceris / Cicer arietinum en el desarrollo de la fusariosis
vascular del garbanzo. 2002. Tesis (Doctorado Protección de Cultivos) – Universidad
de Córdoba, Córdoba. 2002.
MAYNARD, D. Armillaria root disease, stand characteristics, and soil properties in
young lodgepole pine. Forest Ecology and Management, v. 105, p. 37-44, 1998.

49

MICHALCZYK, M. et al. Effect of adding essential oils of coriander (Coriandrum
sativum L.) and hyssop (Hyssopus offcinalis L.) on the shelf life of ground beef. Meat
Science, v. 90, p. 842-850, 2012.
MICHEREFF, S.J. Influência de tipos de solos do estado de Pernambuco na
intensidade de doença induzida por Rhizoctonia solani em feijoeiro. Fitopatol. Bras.,
v. 21, p.19-25, 1996.
MICHEREFF, S.J. et al. Importância dos patógenos e das doenças radiculares em
solos tropicais. In: MICHEREFF, S. J.; ANDRADE, D. E. G. T.; MENEZES, M. (eds.).
Ecologia e manejo de patógenos radiculares em solos tropicais. Recife:
Universidade Federal Rural de Pernanbuco, 2005. p. 1-18.
MILANESI, P.M. Caracterização, toxicidade e patogenicidade de Fusarium spp. em
genótipos de soja em sistema plantio direto. 2009. 91 p. Dissertação (Mestrado em
Agronomia) - Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, 2009.
MONCALVO, J.M.; WANG, H.H.; HSEU, R.S. Phylogenetic relationships in
Ganoderma inferred from the internal transcribed spacer and 25S ribosomal DNA
sequences. Mycologia, v. 87, p. 223–238, 1995.
MOURA, R. M. Nematoides de interesse agrícola assinalados pela UFRPE no
nordeste do Brasil (1967-2005). Nematologia Brasileira, v. 29, p. 289-292, 2005.
NADEEM, M. et al. Nutritional and medicinal aspects of coriander (Coriandrum sativum
L.). A review. Brit. Food J, v. 115, p. 743-755, 2013.
NARDI, J.B. Fumo e Desenvolvimento Local em Arapiraca/AL - Primeiras
observações e análises para a elaboração do diagnóstico socioeconômico municipal
e regional. Arapiraca Projeto FAPEAL/CNPq/FUNESA. Arapiraca, 2006.
NECHET, K. L.; HALFELD-VIEIRA, B. A. Caracterização de isolados de Rhizoctonia
spp., associados à mela do feijão-caupi (Vigna unguiculata), coletados em
Roraima. Fitopatologia Brasileira, v. 31, p. 505-508, 2006.
NELSON, P.E.; TOUSSOUN, T.A.; MARASAS, W.F.O. Fusarium species: an
Illustrated Manual for identification. Pennsylvania State University Press. 125p.,
1983.
NENE, Y.L.; HAWARE, M.P. Screening chickpea for resistance to wilt. Plant Disease
v. 64, p. 379-380, 1980.
O´DONNELL, K. et al. Evolutionary relationships among mucoralen fungi
(zygomycota): evidence for family polyphyly on a large scale. Mycologia, v. 93, p.
286-296, 2001.
O'DONNELL, K. et al. Internet accessible DNA sequence database for identifying
fusaria from human and animal infections. Journal of Clinical Microbiology, v. 48,
p. 3708–3718, 2010.

50

OGOSHI, A. Ecology and pathogenicity of anastomosis and intraspecific groups of
Rhizoctonia solani Kühn. Annual Review of Phytopathology, Palo Alto, v. 25, p.
125-143, Jan./Dec. 1987.
OLIVEIRA, A. P. et al. Desempenho de genótipos de coentro em Areia. Horticultura
Brasileira, v. 25, p. 252-255, 2007.
OLIVEIRA, J.L. Da crise do setor fumageiro a diversidade produtiva em Arapiraca AL:
o projeto cinturão verde. 2007. 108 f. Dissertação (Mestrado em Desenvolvimento e
Meio Ambiente) - Universidade Federal de Alagoas, Maceió. 2007.
OLIVEIRA, J.L. Cultivo de hortaliças em Arapiraca. SECRETARIA DE ESTADO DA
COMUNICAÇÃO. Arapiraca, 2008. Disponível em: . Acesso em: xx de Julho de
2016.
OLIVEIRA, C. C. A et al. Caracterização morfológica, genética e patogenicidade de
isolados de Rhizoctonia solani provenientes de algodoeiros no Brasil=
Morphological, genetic characterization and pathogenicity of Rhizoctonia solani
isolates from cotton in Brazil. Bioscience Journal, v. 30, n. 5, 2014.
PEREIRA, R.S.; MUNIZ, M.F.B.; NASCIMENTO, W.M. Aspectos relacionados à
qualidade de sementes de coentro. Horticultura Brasileira, v. 23, p. 703-706, 2005.
PERNEZY, K; RAID, R. N; JONES, J. B. Bacterial leaf spot of cilantro in Florida.
Plant Disease, v. 81, p. 32, 1997.
PIECZARKA, D. J.; ABAWI, G. S. Effect of interaction Fusarium, Pythium and
Rhizoctonia on severity of bean root rot. Phytopathology, v. 68, p. 403-408, 1978.
PLUNKETT, G.M.; SOLTIS, D.E.; PAMELA, D.S. Evolutionary Patterns in Apiaceae:
Inference Based on matK Sequence Data. Systematic Botany, v. 21, p. 477-495,
1996.
POLETTO, T. et al. First Report of Fusarium lacertarum Causing Damping-Off in
Casuarina equisetifolia in Brazil. Plant Disease, 2015.
POTTER, T.L.; FAGERSON, I.S. Composition of coriander leaf volatiles. Journal of
Agricultural and Food Chemistry, v. 38, p. 2054-2056, 1990.
RAVI, R.; PRAKASH, M.; BHAT, K.K. Aroma characterization of coriander
(Coriandrum sativum L.) oil samples. European Food Research and Technology,
v. 225, p. 367-374, 2007.
REEB, V.; LUTZONI, F.; ROUX, C. Contribution of RPB2 to multilocus phylogenetic
studies of the euascomycetes (Pezizomycotina, Fungi) with special emphasis on the
lichenforming Acarosporaceae and evolution of polyspory. Molecular Phylogenetics
and Evolution, v. 32, p. 1036–1060, 2004.
REIS, A.; NASCIMENTO, W.M. New apiaceous hosts of Sclerotinia sclerotiorum in
the Cerrado region of Brazil. Horticultura Brasileira, v. 29, p. 122-124, 2011.

51

RIBEIRO, O.K. A sourcebook of the genus Phytophthora. Germany, Vaduz. J.
Cramer. 417 p., 1978.
RODRIGUES, F.A. et al. Fatores envolvidos na supressividade a Rhizoctonia solani
em alguns solos tropicais brasileiros. R. Bras. Ci. Solo v. 22, p.239-246, 1998.
ROMÃO, S.R.L. A cidade do futuro: agenda 21 Arapiraca. Maceió: Ideário
Comunicação e Cultura, 171 p., 2008.
ROMERO, G.; JENSEN, C. E. DE; PALMATEER, A.J. First report of Pythium
dissotocum affecting cilantro in hydroponic systems in Puerto Rico. Online. Plant
Health Progress, PHP-2012-1214-01-BR, 2012.
ROSA, D. D. et al. Diversidade de Phytophthora parasitica isolados de Citrus usando
sequências de nucleotídeos da região ITS-5.8S rDNA. Summa Phytopathologica, v.
32, n. 2, p. 190-193, 2006.
SÁ, M.F.A. Questão Ambiental e o Conhecimento Ecológico. Maceió: Ed. da autora,
2003.
SANTOS e SILVA, F. A. ASSISTAT 7.6 beta (pt). Departamento de Engenharia
Agrícola do CTRN – UFCG, Campina Grande, 2013.
SEPLANDE. Secretaria do Estado do Planejamento e do Desenvolvimento
Econômico. Oportunidade de Investimento. 2015, 52 p. Disponível em:
http://investimentos.mdic.gov.br/public/arquivo/arq1316528802.pdf>. Acesso em:
Maio de 2016
SHEHATA, M.A.; PFLEGER, F.L.; DAVIS, D.W. Response of susceptible and
moderately resistant pea genotypes to interaction between Rhizoctonia solani and
three other stem and root rot pathogens. Plant Disease, v. 67, p. 1146-1148, 1983.
SILVA, F. et al. Coriander (Coriandrum sativum L.) essential oil: its antibacterial
activity and mode of action evaluated by flow cytometry. Journal of Medical
Microbiology, v. 60, p. 1479–1486, 2011.
SILVA, C. A. D. et al. Interferência da incorporação de matéria orgânica no solo no
controle da podridão negra da mandioca, causada por scytalidium lignicola. Ano 2013
SILVEIRA, S.F. et al. Characterization of Rhizoctonia species associated with foliar
necrosis and leaf scorch of clonally-propagated Eucaliptus in Brazil. European
Journal of Plant Pathology, v. 106, p. 27-36, 2000.
SINGH, A. K. et al. Integrated management of wilt, Fusarium oxysporum f. sp.
coriandrii of coriander. Indian Journal of Plant Protection, v. 37, p. 132-133, 2009.
SKOUBOE, P. et al. Phylogenetic analysis of nucleotide sequences from the ITS
region of terverticillate Penicillium species. Mycological Research, v. 103, p. 873881, 1999.

52

SNEH, B. et al. Rhizoctonia Species: Taxonomy, Molecular Biology, Ecology,
Pathology and Disease Control. Kluwer Academic Publishers, Boston, London, 1996,
578p.
SOUZA, M. C. M. et al. Avaliação de genótipos de coentro sob cultivo hidropônico.
Horticultura Brasileira, v. 23, Suplemento 2, 2005.
SRITI, J. et al. Lipid, fatty acid and tocol distribution of coriander fruit's diferente
parts. Industrial Crops and Products, v. 31, p. 294-300, 2010.
STAMPS, D.J.; WATERHOUSE, G.M.; NEWHOOK, F.J.; HALL, G.S. Revised tabular
key to the genus Phytophthora. Wallingford, CAB International. Mycological Papers
162., 1990.
SUNIL, C. et al. In vitro antioxidant, antidiabetic and antilipidemic activities of
Symplocos cochinchinensis (Lour.) S. Moore bark. J. Food Chem. Toxicol. v. 50, p.
1547-1553, 2012.
SUSSEL, A.A.B. et al. Caracterização de Rhizoctonia solani, agente etiológico do
tombamento de mudas de café. Summa Phytopathologica, v. 27, p. 348-352, 2001.
TANAKA, M.A.S.; ITO F.M.; PASSOS, A.F. Patogenicidade de Rhizoctonia solani em
morangueiro. Bragantia (Brasil). v. 54, n. 2, p. 319-324, 1995.
TIAN, T.; LIU, H. Y; KOIKE, S.T. First Report Apium virus Y in Cilantro, Celery and
Parsley in California. Plant Disease, v. 92, p. 1254, 2008.
TRIGIANO, R.N.; WINDHAM, M.T. & WINDHAM, A.S. Plant Pathology Concepts
and Laboratory Exercises. Boca Raton, CRC, p. 217-218, 2004.
VAN DER PLAATS-NITERINK, J. Monograph of the genus Pythium. Studies in
Mycology, n.21, 1981. Disponível em:
<http://www.cbs.knaw.nl/simonline/sim_021/sim21.htm>. Acesso em: abril 2016
VERMA, A. et al. A Review on Coriandrum sativum (Linn.) An Ayurvedic Medicinal
Herb of Happiness. J. Adv. Pharm. Healthcare Res., v. 1, p. 28-48, 2011.
WANDERLEY JÚNIOR, L.J.G.; MELO, P.C.T. Tapacurá: nova cultivar de coentro
adaptada às condições subtropicais do Brasil. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE
OLERICULTURA, 43. Resumos... Recife: SOB (CD-Rom), 2003.
ZOUBIRI, S.; BAALIOUAMER, A. Essential oil composition of Coriandrum sativum
seed cultivated in Algeria as food grains protectant. Food Chemistry, v. 122, p.
1226-1228, 2010.
WANG, P.H.; WANG, Y.T.; E WHITE, J.G. Species-specific PCR primers for Pythium
developed from ribosomal ITS1 region. Letters in Applied Microbiology, v. 37, p.
127-132. 2003.

53

WATERHOUSE, G.M.; NEWHOOK, F.J.; STAMPS, D.J. Present criteria for
classification of Phytophthora. In: ERWIN, D.C.; BARTNIC-GARCIA, S.; TSAO, P.H.
(Eds.) Phytophthora, its biology, taxonomy, ecology and pathology. American
Phytopathological Society, p.139-147. 1983.
WINDELS, C.E. Current status of Fusarium taxonomy. Phytopathology, v. 81,
p.1048–1051, 1991.
WHITE, T. J. et al. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA
genes for phylogenetics. In: INNIS, M.A.; GELFAND, D.H.; SNINSKY, J.J.;
WHITE, T.J., editors. PCR protocols: a guide to methods and applications. New York,
N.Y: Academic Press, p. 315–322, 1990.
WHIPPS, J.M. Developments in the biological control of soilborne plant pathogens. In:
CALLOW, J.A. (Ed.). Advances in botanical research. Birmingham: Academic, v.26,
p.1-84, 1997.