Criação de Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera Curculionidae) em dietas artificiais e controle utilizando fungos entomopatogênicos
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PROTEÇÃO DE PLANTAS
HULLY MONAÍSY ALENCAR LIMA
Criação de Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera: Curculionidae) em
dietas artificiais e controle utilizando fungos entomopatogênicos
Rio Largo
2014
HULLY MONAÍSY ALENCAR LIMA
Criação de Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera: Curculionidae) em
dietas artificiais e controle utilizando fungos entomopatogênicos
Defesa da Tese apresentada ao Programa de PósGraduação em Proteção de Plantas da Universidade
Federal de Alagoas, como requisito parcial para
obtenção do grau de Doutor em Proteção de Plantas.
Orientador: Prof. Dr. Ivanildo Soares de Lima
Coorientadores: Profª Drª Adriana Guimarães Duarte
Dr. Aldomario Santo Negrisoli Junior
Rio Largo
2014
Folha de Aprovação
HULLY MONAÍSY ALENCAR LIMA
Criação de Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera: Curculionidae) em
dietas artificiais e controle utilizando fungos entomopatogênicos / Tese de doutorado em
Proteção de Plantas, da Universidade Federal de Alagoas, na forma normalizada e de uso
obrigatório.
Tese submetida ao corpo docente do Programa de Pós-
Graduação em Proteção de Plantas da Universidade
Federal de Alagoas e aprovada em 19 de dezembro de
2014.
_______________________________________________________________________
Prof. Dr. Ivanildo Soares de Lima, Universidade Federal de Alagoas
(Orientador)
______________________________________________________________________
Drª Carla Ruth de Carvalho Barbosa Negrisoli, Universidade Federal de Alagoas
(Examinador Externo)
______________________________________________________________________
Profª Drª Roseane Cristina Prédes Trindade, Universidade Federal de Alagoas
(Examinador Interno)
Dedico aos meus pais, Eronildes Gusmão Lima
(in memorian) e Cristina Lúcia Lins de
Alencar, e ao meu irmão, Haddallas Henrique
Alencar Lima, pelo incentivo aos estudos,
dedicação, carinho, credibilidade, estímulo e por
terem dado exemplo e base sólida para vencer
todos os obstáculos.
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela saúde, proteção e por iluminar o meu caminho ao longo desta jornada;
Ao Prof. Dr. Ivanildo Soares de Lima, pelos ensinamentos, oportunidade e apoio para
realização deste trabalho;
Aos coorientadores Profª Drª Adriana Guimarães Duarte e Dr. Aldomario Santo
Negrisoli Junior, pela confiança, ensinamentos e importante colaboração na condução e
desenvolvimento deste trabalho;
À Profª Drª Edna Peixoto da Rocha Amorim, pela colaboração na execução dos
trabalhos e contribuição ao realizar as correções;
Aos Profs. Drs. Roseane Cristina Prédes Trindade e Marcelo Menezes Costa
Mendonça, e às Drsª Carla Ruth de Carvalho Barbosa Negrisoli e Alice Maria Nascimento
de Araújo, pela contribuição ao realizar as correções e sugestões;
Aos Profs. Drs. Iraildes Pereira Assunção e Gaus Silvestre de Andrade Lima pelo
apoio, conselhos e amizade;
Ao Ítalo William Bezerra França, da empresa Fitoagro Controle Biológico, pela
concessão de um dos isolados fúngicos utilizados no trabalho;
À Embrapa Tabuleiros Costeiros pela concessão de alguns isolados fúngicos
utilizados no trabalho;
Ao Maciel, funcionário da Secretaria de Agricultura de Feliz Deserto-AL, pelo apoio
nas coletas dos insetos;
À Mariana de Macedo Costa e ao Prof. Dr. Luciano Aparecido Meireles Grillo pela
colaboração na etapa do trabalho realizada na Escola de Enfermagem e Farmácia da UFAL;
À CAPES pela concessão da bolsa de estudo para realização do curso;
Ao corpo docente do Programa de Pós-graduação em Proteção de Plantas do Centro
de Ciências Agrárias, pelos ensinamentos;
Aos funcionários da secretaria da pós-graduação, Geraldo de Lima, Marcos Antonio
Lopes e Michele Cristina pela ótima convivência;
Aos amigos Vanessa de Melo Rodrigues, Maria Quiteria Cardoso dos Santos e
Anderson Rodrigues Sabino pela amizade e grande apoio dado ao trabalho;
Aos que fazem parte do Laboratório de Ecologia e Comportamento de Insetos, em
especial aos amigos Lud´milla Monique Dorvillé, Daniel Silva Torres, Rui Fernando da
Silva, Fábio Francisco da Silva e Luanda Emely, por todo apoio, amizade e ótima
convivência;
Aos colegas e amigos da pós-graduação, Maria Erika Francisca Sales, Juliana
Ferreira de Lima, Ellen Carine Neves Valente, Paulo Nogueira de Barros, Núbia Lima dos
Santos, Joseani Castro da Silva, Jaqueline Figueiredo de Oliveira, Deyse Ferreira Rocha,
Danilo César Oliveira, Wellington Costa da Silva, Jorge Portella, Izael Oliveira Silva,
Nelson Augusto do Nascimento Junior, Débora Teresa Ferreira, Márcia Daniela dos Santos,
Clemens Rocha Fortes, Maria Lausanne Damasceno, Jakeline Maria dos Santos, Djison
Silvestre dos Santos, Emerson dos Santos Ferreira e Andrezo Adenilton Santos, pelo
excelente convívio durante a realização do curso.
RESUMO
Dentre os insetos-praga que causam danos econômicos a cultura do coqueiro (Cocos nucifera
L.), a broca-do-olho-do-coqueiro Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera:
Curculionidae) destaca-se por ocasionar danos durante as diferentes fases de desenvolvimento
da planta. O presente estudo teve como objetivos: estudar os parâmetros biológicos
qualitativos e quantitativos de R. palmarum em duas dietas artificiais; e verificar a sua
susceptibilidade a fungos entomopatogênicos. Na fase de ovo, foi determinado o período de
incubação (dias) e a fertilidade (%). Para a fase larval foi calculada a viabilidade total e a
viabilidade por ínstar (%), duração dos ínstares larvais e a duração total do período larval
(dias), a largura da cápsula cefálica (mm) e o peso (g) das larvas nas duas dietas (A e B).
Determinou-se a duração das fases de pré-pupa e pupa (dias), o peso (g), viabilidade (%) e a
ocorrência de deformações (%) nas pupas. Após a emergência dos adultos de R. palmarum,
foi calculada a razão sexual e observada a porcentagem de adultos defeituosos, o peso (g) e
comprimento (mm) dos machos e fêmeas das duas dietas. Após a formação dos casais, foram
determinados os períodos de pré-oviposição, oviposição e pós-oviposição (dias), fecundidade
total e diária, longevidade dos machos e das fêmeas (dias), e duração do ciclo biológico
(dias). Foi calculada a absorbância das amostras dos adultos de R. palmarum provenientes das
duas dietas artificiais. O delineamento experimental foi inteiramente casualizado e todas as
variáveis das duas dietas artificiais foram submetidas à análise de variância (ANOVA) e as
médias comparadas pelo teste t ao nível de 5% de significância. Em um segundo experimento,
avaliou-se o efeito de diferentes concentrações (107, 108 e 109 conídios.mL-1) dos isolados
IBCB 66, CPATC 032 e CPATC 057 de Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin, do isolado
T9 de Trichoderma harzianum Rifai e do produto comercial Boveril® sobre adultos de R.
palmarum. Os dados obtidos de mortalidade confirmada foram submetidos à análise da
variância (ANOVA), utilizando o Proc ANOVA do SAS, e as médias comparadas pelo teste
de Tukey, ao nível de 5% de probabilidade. Para determinar a porcentagem de sobrevivência,
os dados de mortalidade confirmada foram submetidos ao teste de Log-Rank, através do
método Kaplan-Meyer. Posteriormente, os valores da CL50 e TL50 foram estimados
submetendo os dados de mortalidade confirmada à análise de Probit. A dieta A proporcionou
uma maior viabilidade de larvas e pupas de R. palmarum. A porcentagem de pupas
deformadas na dieta B foi maior em relação à dieta A. O período de oviposição das fêmeas
provenientes da dieta A foi de 32,4 dias. Em relação ao teor de lipídios de R. palmarum, os
machos adultos da dieta B, apresentaram maiores médias de absorbância, enquanto as fêmeas
da dieta B apresentaram valores menores. O produto comercial Boveril® e os isolados IBCB
66, CPATC 032 e CPATC 057 provocaram a mortalidade confirmada de 40, 36, 64 e 52%
dos adultos de R. palmarum, respectivamente, para a concentração 109 conídios.mL-1, não
diferindo da concentração 108 conídios.mL-1, onde o isolado CPATC 032 ocasionou
mortalidade de 52% dos insetos, que por sua vez não diferiu do isolado CPATC 057, o qual
apresentou 44% de mortalidade confirmada dos adultos. O isolado CPATC 032 apresentou
maior virulência e menor CL50, estimando-a em 1,11x109 conídios.mL-1; enquanto o TL50 para
as concentrações 108 e 109 conídios.mL-1 foi de 17,61 dias e 17,25 dias, respectivamente.
Palavras-chave: Cocos nucifera. Broca-do-olho-do-coqueiro. Biologia. Metabolismo de
lipídios. Controle biológico.
CREATION OF Rhynchophorus palmarum (LINNAEUS, 1758) (COLEOPTERA:
CURCULIONIDAE) IN ARTIFICIAL DIETS AND CONTROL USING FUNGI
ENTOMOPATHOGENIC
ABSTRACT
Among the insect-pests that cause economic damage to the culture of coconut (Cocos nucifera
L.), the giant palm weevil Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera:
Curculionidae) stands out for damage in different stages of development of the plant. This
study aimed to: study the qualitative and quantitative biological parameters of R. palmarum in
two artificial diets; and verify their susceptibility to entomopathogenic fungi. At the egg
stage, it was determined the incubation period (days) and fertility (%). For the larval stage
was calculated total viability and the viability for instar (%), duration of larval instars and the
total duration of the larval period (days), the width of the head capsule (mm) and weight (g)
of the larvae in two diets (A and B). Was determined the duration of the phases of pre-pupae
and pupae (day), weight (g), viability (%) and the occurrence of deformation (%) in the pupa.
After the emergence of adult R. palmarum, we calculated the sex ratio and observed the
percentage of defective adults (%), weight (g) and length (mm) of males and females of two
diets. After the formation of the couples were certain periods of pre-oviposition, oviposition
and post-oviposition (days), total and daily fertility, longevity of males and females (days),
and duration of the cycle (days). The absorbance of samples was calculated from adult R.
palmarum from the artificial diets. The experimental design was completely randomized and
all variables of the two artificial diets were submitted to analysis of variance (ANOVA) and
means compared by t-test at 5% significance level. In a second experiment, the effect of
different concentrations (107, 108 and 109 conidia.mL-1) of isolates IBCB 66, CPATC 032 and
CPATC 057 of Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin, isolated T9 Trichoderma
harzianum Rifai and commercial product Boveril® on adult R. palmarum. The data of
confirmed mortality were submitted to analysis of variance (ANOVA) using the Proc
ANOVA of SAS, and the means compared by Tukey test at 5% probability. To determine
percentage survival, confirmed mortality data were subjected to Log-Rank test using the
Kaplan-Meyer method. Subsequently the values of LC50 and LT50 were estimated submitting
mortality confirmed the Probit analysis. The diet A promoted a more viable larvae and pupae
of R. palmarum. The percentage of deformed pupae in the diet B was higher in relation to diet
A. The period oviposition of females from the diet A was 32.4 days. Regarding the lipid
content of R. palmarum the adult male diet B, have the highest mean absorbance, while
females diet B showed lower values. The commercial product Boveril® and isolated IBCB 66,
CPATC 032 and CPATC 057 caused the confirmed mortality of 40, 36, 64 and 52% of R.
palmarum adults, respectively, for the concentration 109 conidia.mL-1 did not differ
concentration of 108 conidia.mL-1, where the isolated CPATC 032 caused mortality of 52% of
the insects, which in turn did not differ isolated CPATC 057, which showed 44% confirmed
mortality of adults. The isolated CPATC 032 showed higher virulence and lower LC50,
estimating it in 1,11x109 conidia.mL-1; while the LT50 in concentrations 108 and 109
conídios.mL-1 was 17.61 days and 17.25 days, respectively.
Keyword: Cocos nucifera L. Giant palm weevil. Biology. Metabolism of lipids. Biological
control.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 -
Dimorfismo sexual nos adultos de Rhynchophorus palmarum. Presença de
pelos no rostro do macho (A) e ausência dos pelos no rostro das fêmeas
(B).................................................................................................................. 19
Figura 2 -
Processo de infecção de um fungo entomopatogênico..................................
26
Figura 3 -
Ovo de Rhynchophorus palmarum coletado do tolete de cana-de-açúcar
(A); e ovo individualizado na placa de Petri forrada com papel filtro
umedecido com água destilada (B)................................................................
47
Mudança do substrato alimentar de Rhynchophorus palmarum a partir do
10º ínstar: (A) Larva se alimentando no interior da cana-de-açúcar; (B)
Larva habitando o interior do colmo da cana-de-açúcar juntamente com a
fibra de coco; e (C) Formação do casulo.......................................................
48
Figura 4 -
Figura 5 -
Fases de pré-pupa (A), pupas (B e C) e ínicio da fase adulta (D) de
Rhynchophorus palmarum. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10%)....................... 49
Figura 6 -
Etapas para a quantificação do teor de lipídios de adultos de
Rhynchophorus palmarum: A – inseto dissecado; B – amostra macerada
para homogeneização; C - amostras prontas para evaporação do solvente;
D - tubos de ensaio em “banho-maria”; E – amostras contendo a solução
estoque; e F – amostras colocadas em microplacas para medir a
absorbância..................................................................................................... 52
Figura 7 -
Ovos de Rhynchophorus palmarum. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e
fotofase de 12 h)............................................................................................. 53
Figura 8 -
Média ± EP da porcentagem de larvas de Rhynchophorus palmarum que
passaram pelo 11º, 12º e 13º ínstar, criadas nas dietas A e B. (Temp. 27 ±
2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h)........................................................... 55
Figura 9 -
Desenvolvimento larval de Rhynchophorus palmarum: A (1º ínstar); B (2º
ínstar); C (3º ínstar); D (4º ínstar); E (5º ínstar); F (6º ínstar); G (7º ínstar);
H (8º ínstar); I (9º ínstar); J (10º ínstar); K (11º ínstar); L (12º ínstar) e M
(13º ínstar). (Temp. 27±2°C, UR 70±10% e fotofase de 12 h)......................
56
Fase de pré-pupa de Rhynchophorus palmarum. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70
± 10% e fotofase de 12 h)..............................................................................
61
Alterações na coloração da pupa de Rhynchophorus palmarum durante o
seu desenvolvimento. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h)..
62
Figura 10 -
Figura 11 -
Figura 12 -
Adultos de Rhynchophorus palmarum com deformações nas asas (A e B) e
fêmea com o ovipositor exposto (C). (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e
fotofase de 12 h)............................................................................................. 64
Figura 13 -
Figura 14 -
Média da absorbância ± EP das amostras dos adultos de Rhynchophorus
palmarum provenientes das dietas artificiais (A e B) em comprimento de
onda de 540 nm..............................................................................................
66
Armadilhas instaladas para coleta de adultos de Rhynchophorus palmarum
(A e B); e insetos capturados dentro da armadilha (C)..................................
77
Figura 15 -
Imersão dos colmos de cana-de-açúcar na suspensão dos fungos
entomopatogênicos: IBCB 66 (A), CPATC 032 (B), CPATC 057 (C),
Boveril® (D) e T9 (E)..................................................................................... 80
Figura 16 -
Adultos de Rhynchophorus palmarum em contato com os colmos de canade-açúcar tratados pelos fungos entomopatogênicos.....................................
80
Assepsia dos insetos com Hipoclorito de Sódio (2%) (A), água destilada
(B) e, posteriormente, colocados em BOD (C)..............................................
81
Figura 17 -
Figura 18 -
Evolução da infecção de adultos de Rhynchophorus palmarum pelos
isolados do fungo Beauveria bassiana e pelo produto comercial Boveril®
(A) e Trichoderma harzianum (B). (Temp. 25 ± 2ºC, UR 70 ± 10% e
fotofase de 12h).............................................................................................. 84
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 -
Composição das dietas artificiais para criação de Rhynchophorus
palmarum em laboratório. Dieta A: adaptada por Negrisoli Junior et al.
(2011), modificada de Sánchez et al. (1993); e dieta B: modificada de
Negrisoli Junior et al. (2011)........................................................................ 45
Tabela 2 -
Composição da dieta líquida para adultos de Rhynchophorus palmarum
desenvolvida por Negrisoli Junior et al. (2011)............................................
46
Tabela 3 -
Média ± EP1 do período de incubação (dias) e da fertilidade dos ovos (%)
de Rhynchophorus palmarum criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C,
UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h................................................................... 54
Tabela 4 -
Média ± EP1 da viabilidade larval total e por ínstar de Rhynchophorus
palmarum criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e
fotofase de 12 h)............................................................................................ 55
Tabela 5 -
Média ± EP1 da duração da fase larval e dos ínstares (dias) de
Rhynchophorus palmarum criadas nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR
70 ± 10% e fotofase de 12 h)........................................................................ 57
Tabela 6 -
Média ± EP1 da largura da cápsula cefálica (mm) dos diferentes ínstares
de Rhynchophorus palmarum criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C,
UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).................................................................. 59
Tabela 7 -
Média ± EP1 do peso (g) dos diferentes ínstares larvais de Rhynchophorus
palmarum criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e
fotofase de 12 h)............................................................................................ 60
Tabela 8 -
Média ± EP1 da duração das fases de pré-pupa e pupa (dias), da
viabilidade e deformações (%), e do peso (g) das pupas de
Rhynchophorus palmarum criadas nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR
70 ± 10% e fotofase de 12 h2)....................................................................... 61
Tabela 9 -
Parâmetros biológicos ± EP1 de Rhynchophorus palmarum criados nas
dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h)............... 64
Tabela 10 -
Procedência dos isolados de Beauveria bassiana e Trichoderma
harzianum e do produto comercial Boveril® utilizados nos experimentos
com Rhynchophorus palmarum.................................................................... 78
Tabela 11 -
Média ± EP1 da viabilidade (%) dos conídios dos isolados de Beauveria
bassiana e Trichoderma harzianum e do produto comercial Boveril®......... 83
Tabela 12 -
Média ± EP1 da mortalidade confirmada (%) de adultos de
Rhynchophorus palmarum alimentados Mcom cana-de-açúcar tratada
com fungos entomopatogênicos nas concentrações de 107, 108 e 109
conídios.mL-1. (Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h)............. 85
Tabela 13 -
Média ± EP1 da sobrevivência (dias) de adultos de Rhynchophorus
palmarum alimentados com cana-de-açúcar tratada com fungos
entomopatogênicos nas concentrações de 107, 108 e 109 conídios.mL-1.
(Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h)..................................... 88
Tabela 14 -
Estimativa da Concentração Letal (CL50) para os fungos
entomopatogênicos sobre adultos de Rhynchophorus palmarum. (Temp.
26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h).................................................. 89
Tabela 15 -
Estimativa do Tempo Letal (TL50) para os fungos entomopatogênicos na
concentração 108 conídios.mL-1 sobre adultos de Rhynchophorus
palmarum (Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h).................... 90
Tabela 16 -
Estimativa do Tempo Letal (TL50) para os fungos entomopatogênicos na
concentração 109 conídios.mL-1 sobre adultos de Rhynchophorus
palmarum. (Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h)................... 91
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO GERAL ............................................................................................................... 15
2 REVISÃO DE LITERATURA ....................................................................................................... 17
2.1 A cultura do coqueiro ................................................................................................................... 17
2.1.1 Origem e importância econômica ................................................................................................ 17
2.2 Aspectos gerais sobre Rhynchophorus palmarum ....................................................................... 18
2.2.1 Plantas hospedeiras ...................................................................................................................... 18
2.2.2 Distribuição geográfica ................................................................................................................ 19
2.2.3 Descrição e biologia ..................................................................................................................... 19
2.2.4 Hábitos e danos ............................................................................................................................ 20
2.2.5 Métodos de controle ..................................................................................................................... 21
2.3 Aspectos gerais sobre controle biológico com entomopatógenos .............................................. 23
2.4 Aspectos gerais sobre nutrição de insetos e dietas artificiais .................................................... 27
2.4.1 Necessidades nutricionais dos insetos .......................................................................................... 27
2.4.2 Criação de insetos em dietas artificiais ........................................................................................ 28
2.4.3 Composição das dietas artificiais ................................................................................................. 30
REFERÊNCIAS ................................................................................................................................. 33
3 ASPECTOS BIOLÓGICOS DE Rhynchophorus palmarum (LINNAEUS, 1758)
(COLEOPTERA: CURCULIONIDAE) EM DIETAS ARTIFICIAIS...................................... 41
RESUMO ............................................................................................................................................. 41
ABSTRACT ........................................................................................................................................ 42
3.1 INTRODUÇÃO ............................................................................................................................ 43
3.2 MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................................................ 45
3.2.1 Local e instalações ..................................................................................................................... 45
3.2.2 Preparo das dietas ......................................................................................................................... 45
3.2.3 Criação de Rhynchophorus palmarum em dietas artificiais ................................................... 47
3.2.4 Teor de lipídios dos adultos de Rhynchophorus palmarum ......................................................... 50
3.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................................ 53
3.3.1 Caracterização, período de incubação e fertilidade dos ovos de Rhynchophorus palmarum....... 53
3.3.2 Caracterização, duração e viabilidade da fase larval de Rhynchophorus palmarum.................... 54
3.3.3 Caracterização, duração e viabilidade das fases de pré-pupa e pupa de Rhynchophorus palmarum
............................................................................................................................................................... 61
3.3.4 Parâmetros biológicos da fase adulta de Rhynchophorus palmarum ........................................... 63
3.3.5 Determinação do teor de lipídios em Rhynchophorus palmarum ............................................ 66
3.4 CONCLUSÕES ............................................................................................................................ 68
REFERÊNCIAS .................................................................................................................................. 69
4 SUSCEPTIBILIDADE DE Rhynchophorus palmarum (LINNAEUS, 1758)
(COLEOPTERA: CURCULIONIDAE) A FUNGOS ENTOMOPATOGÊNICOS ................ 73
RESUMO ............................................................................................................................................. 73
ABSTRACT ........................................................................................................................................ 74
4.1 INTRODUÇÃO ............................................................................................................................ 75
4.2 MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................................................ 77
4.2.1 Local e instalações ..................................................................................................................... 77
4.2.2 Coleta de adultos de Rhynchophorus palmarum ..................................................................... 77
4.2.3 Origem dos fungos entomopatogênicos ................................................................................... 78
4.2.4 Teste de viabilidade dos fungos entomopatogênicos .............................................................. 78
4.2.5 Preparação das suspensões de esporos dos fungos entomopatogênicos ................................ 79
4.2.6 Bioensaios de inoculação dos fungos ....................................................................................... 80
4.2.7 Análise estatística ....................................................................................................................... 81
4.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................................ 83
4.3.1 Viabilidade dos fungos entomopatogênicos ............................................................................. 83
4.3.2 Patogenicidade dos isolados de Beauveria bassiana e Trichoderma harzianum, e do produto
comercial Boveril® sobre adultos de Rhynchophorus palmarum .......................................................... 83
4.3.3 Análise de sobrevivência dos adultos de Rhynchophorus palmarum tratados com fungos
entomopatogênicos ................................................................................................................................ 87
4.3.4 Determinação da Concentração Letal (CL50) para adultos de Rhynchophorus palmarum ........... 88
4.3.5 Determinação do Tempo Letal (TL50) para adultos de Rhynchophorus palmarum ..................... 90
4.4 CONCLUSÕES ............................................................................................................................ 92
REFERÊNCIAS ................................................................................................................................. 93
5 CONSIDERAÇÕES FINAIS .......................................................................................................... 96
15
1 INTRODUÇÃO GERAL
O coqueiro (Cocos nucifera L.) é uma cultura tropical pertencente à família
Arecaceae, sendo cultivado em aproximadamente 12,14 milhões de hectares distribuídos em
praticamente todos os continentes (MARTINS; JESUS JÚNIOR, 2011; FAO, 2013).
O coqueiro é uma rica fonte de alimento para diversas espécies de insetos e ácaros.
Esses organismos, uma vez na planta, são hospedeiros específicos das folhas, das flores, dos
frutos, do estipe ou das raízes, causando atraso no desenvolvimento, perda ou atraso na
produção e morte da planta (FONTES; FERREIRA; SIQUEIRA, 2002).
A
coleobroca
Rhynchophorus
palmarum
(Linnaeus,
1758)
(Coleoptera:
Curculionidae) é de grande importância para a cultura do coqueiro, sendo que os danos podem
ser ocasionados pelo inseto tanto na fase larval quanto na fase adulta, podendo provocar a
morte da planta (AMBROGI et al., 2009).
Dada a importância econômica do R. palmarum para a cultura do coqueiro, surge a
necessidade da adoção de estratégias de controle que sejam mais eficientes e que mantenham
a população da praga abaixo do Nível de Dano Econômico (NDE). Atualmente, a demanda
dos consumidores por produtos vegetais com qualidade estimula a adoção de métodos
ecologicamente seguros de controle de pragas, minimizando o uso de agrotóxicos, visando
aumentar a preservação do meio ambiente, da saúde humana e dos animais.
Os insetos adultos de R. palmarum, estágio alvo de controle, não permanecem nas
plantas, apenas alimentam-se e ovipositam, e suas larvas completam o ciclo no interior do
estipe do coqueiro. Dessa maneira, o controle biológico desse inseto-praga através da
aplicação de fungos entomopatogênicos diretamente sobre os insetos torna-se inviável. Sendo
assim, uma estratégia que pode ser eficiente no controle de R. palmarum é inocular os fungos
entomopatógênicos em iscas atrativas e torná-las disponíveis aos insetos por meio de
armadilhas de autoinoculação, onde o inseto pode entrar e sair livremente das armadilhas,
causando a mortalidade direta dos insetos dentro das armadilhas ou disseminando a doença no
campo.
Para que as medidas de controle sejam aplicadas, é necessário que se conheça a cultura
estudada e as características biológicas das pragas, mantendo as criações de insetos em
condições de laboratório (KOGAN, 1998).
Na criação de insetos, a elaboração de dietas artificiais é de fundamental importância,
pois permite a manutenção da população de maneira contínua, reduz a mão-de-obra e o risco
de contaminação das colônias com entomopatógenos, comumente encontrados na dieta
16
natural. As técnicas de criação de insetos em laboratório se desenvolveram possibilitando
novas pesquisas capazes de fornecer subsídios para o controle eficiente do inseto no campo
(KOGAN, 1980).
O estudo da biologia e das exigências nutricionais dos insetos é de grande
importância, uma vez que a determinação das características biológicas do inseto servirá de
base para a adequação de táticas de controle populacional do inseto na cultura estudada. Nesse
contexto, a nutrição afeta diretamente a biologia, a distribuição e a abundância dos insetos
(PANIZZI; PARRA, 2009).
A nutrição de insetos adquire importância em razão da necessidade crescente de sua
produção massal para aprimorar estudos relacionados à praga. Assim, o conhecimento da
dieta adequada da fase larval e dos adultos da espécie que se está pesquisando é fundamental
para manutenção de seu nível populacional constante em laboratório (FONSECA et al., 2005).
Desse modo, este trabalho teve como objetivos estudar os parâmetros biológicos
qualitativos e quantitativos de R. palmarum em duas dietas artificiais; e verificar a sua
susceptibilidade a isolados de fungos entomopatogênicos e ao produto comercial Boveril®.
17
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 A cultura do coqueiro
2.1.1 Origem e importância econômica
O coqueiro ou coco-da-baía é uma palmeira perene originária do Sudeste Asiático,
expandida naturalmente e de ocorrência em praticamente todos os continentes (MARTINS;
JESUS JÚNIOR, 2011). No Brasil, o coqueiro foi introduzido pelos portugueses em 1553 no
Estado da Bahia, com material proveniente da Ilha de Cabo Verde, localizada no continente
Africano (SIQUEIRA; ARAGÃO; TUPINAMBÁ, 2002). A partir da Bahia, o coqueiro
disseminou-se pelo litoral nordestino, principalmente por ser uma frutífera típica de clima
tropical, onde encontrou condições favoráveis para o cultivo e, posteriormente, acabou
adaptando-se em outras regiões do país (MARTINS; JESUS JÚNIOR, 2011).
A Indonésia é a maior produtora mundial de coco, seguida por Filipinas e Índia, com
uma produção anual aproximada de 18, 15 e 10 milhões de toneladas, respectivamente.
Entretanto, em área colhida, a Filipinas destaca-se com uma maior área cultivada (3,5 milhões
de hectares) (FAO, 2013).
O Brasil, quarto maior produtor mundial de coco, ocupa uma área em torno de 257 mil
hectares e uma produção anual de cerca de 1,8 milhões de frutos (IBGE, 2014), equivalente a
aproximadamente 2,8 milhões de toneladas (FAO, 2013). O Estado da Bahia destaca-se com
uma produção de 552.836 frutos, sendo o maior produtor do país. Em seguida, destacam-se os
Estados de Sergipe com 239.211 frutos e Pará com 214.453 frutos. O Estado de Alagoas
também um importante produtor, ocupando a nona posição no ranking nacional, com uma
produção anual de 51.507 frutos (IBGE, 2014).
Em virtude da sua dispersão e adaptabilidade, seu cultivo e utilização se dão de
maneira expressiva em todo o mundo, onde seus frutos podem ser consumidos in natura ou
industrializados na forma de mais de 100 produtos e subprodutos. Raiz, estipe, inflorescência,
folhas e palmito geram diversos subprodutos ou derivados de interesse econômico (COSTA et
al., 2005). O principal produto do coqueiro é o seu fruto, do qual se extraem o óleo, a água e a
polpa para o consumo humano, sendo que a fibra também apresenta valor comercial cada vez
maior e é utilizada para a confecção diversos produtos artesanais (HOWARD, 2001;
MAGALHÃES; SILVA NEVES, 2011).
18
Segundo Martins; Jesus Júnior (2011), a intensificação das áreas de cultivo e de
produção do coqueiro é percebida em várias partes do mundo. No Brasil, o avanço da cultura
ocorre não só pela evolução da produção, que condicionam ao país lugar de destaque entre os
maiores produtores mundiais, mas também pelo aumento da área cultivada em regiões não
tradicionais de cultivo.
A região Nordeste caracteriza-se por ter a maior área plantada de coco da variedade
gigante destinado à produção de alimentos, destacando-se, também, por ser uma região
extrativista, que não realiza os tratos culturais necessários para o bom desenvolvimento da
cultura, culminando com a disseminação de pragas e doenças e levando a uma elevada queda
na produtividade (SARRO, 2002; FONTES; WANDERLEY, 2006).
2.2 Aspectos gerais sobre Rhynchophorus palmarum
Dentre os problemas que limitam a produção do coco, os insetos-praga apresentam
uma relevante importância para a cultura, causando danos durante as diferentes fases de
desenvolvimento da planta. Dentre eles, destaca-se o bicudo-das-palmáceas ou a broca-doolho-do-coqueiro R. palmarum (GALLO et al., 2002).
2.2.1 Plantas hospedeiras
Além do coqueiro, o R. palmarum pode ainda utilizar como planta hospedeira ou fonte
de alimento, a cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.), a banana (Musa spp. L.) o dendê
(Elaeis guineenses Jacq.), o mamão (Carica papaya L.), o abacaxi (Ananas comosus L.),
dentre outras, levando a perdas e danos consideráveis às respectivas plantações (NAVARRO
et al., 2002). Hagley (1965); Wattanapongsiri (1966) observaram larvas do gênero
Rhynchophorus alimentando-se de uma grande variedade de plantas das famílias Arecaceae,
Poaceae, Caricaceae, Bromeliaceae e Musaceae.
Relatos indicam a ocorrência do gênero Rhynchophorus em várias palmeiras,
distribuídas por quase toda a região tropical do planeta. As espécies mais comuns em coqueiro
são: R. palmarum e R. cruentatus (Fabricius, 1775), no continente americano; R.
phoenicis (Fabricius, 1801), no continente africano; R. ferrugineus (Olivier, 1790) e R.
vulneratus (Panzer, 1798), no Sudeste da Ásia; R. ferrugineus, no Oriente Médio; e R.
bilineatus (Montrouzier, 1857), nas Ilhas do Pacífico (Oceania) (FERREIRA, 2002).
19
2.2.2 Distribuição geográfica
Trata-se de uma praga que está distribuída em diversos países, destacando-se: Brasil,
México, Caribe, Costa Rica, Cuba, El Salvador, Guatemala, Honduras, Nicaragua, Panamá,
Porto Rico, Trinidad e Tobago, Belize, Dominica, Grenada, Guadalupe, Martinique, São
Vicente, Argentina, Bolívia, Colômbia, Equador, Guiana Francesa, Guiana, Paraguai, Peru,
Suriname, Uruguai e Venezuela (OEPP, 2005).
No Brasil, a broca-do-olho-do-coqueiro tem sido constatada nos Estados do
Amazonas, Pará, Maranhão, Paraíba, Pernambuco, Bahia, Minas Gerais, Rio de Janeiro, São
Paulo, Paraná, Rio Grande do Sul, Rio Grande do Norte, Alagoas, Sergipe (FERREIRA et al.,
1998) e Mato Grosso do Sul (SÁNCHEZ-SOTO; NAKANO, 2002).
2.2.3 Descrição e biologia
O adulto de R. palmarum é um besouro de cor preta de 45 a 60 mm de comprimento,
de rostro bem desenvolvido com 10 a 12 mm de comprimento e recurvado. A espécie
apresenta dimorfismo sexual localizado no rostro, sendo mais comprido, delgado e curvo na
fêmea do que no macho. O macho pode ter abundantes pelos rígidos na parte dorsal do rostro,
exceto em indivíduos de pequeno tamanho (Figura 1) (COSTA-CARVALHO, 2011).
Figura 1 - Dimorfismo sexual nos adultos de Rhynchophorus palmarum. Presença de pelos no rostro do macho
(A) e ausência dos pelos no rostro das fêmeas (B).
A
B
Foto: Autora (2013).
Esse inseto apresenta metamorfose completa (holometabólico), que compreende as
fases de ovo, larva, pupa e adulto. O primeiro par de asas, do tipo élitros, é curto e não
recobre a extremidade do abdome, e têm oito sulcos longitudinais. O segundo par de asas, do
tipo membranoso, é fino e flexível, com as nervuras bem distintas. As fêmeas de R. palmarum
20
colocam seus ovos na parte tenra da planta, individualmente e aleatoriamente. Uma fêmea
coloca de 5 a 6 ovos por dia, totalizando 250 ovos durante sua vida. Após 2 a 3 dias, eclodem
as larvas, que são ápodas, do tipo curculioniforme, coloração branco-creme, com a cabeça
marrom-escura e, quando completamente desenvolvida, atinge cerca de 70 mm de
comprimento. As larvas apresentam mandíbula forte e são canibais. A pupa é do tipo exarada
e de coloração amarelada e se abriga dentro de um casulo de fibras da própria planta
hospedeira, podendo medir de 70 a 90 mm de comprimento (GALLO et al., 2002).
Ao estabelecer uma criação de R. palmarum em laboratório, sob a temperatura de 20ºC
a 35ºC e umidade relativa de 62 a 92%, utilizando o estipe do coqueiro como fonte de
alimento, Hagley (1965); Sánchez et al. (1993), verificaram que uma fêmea pode colocar, em
média, 245 ovos durante sua vida, ocorrendo a eclosão das larvas três dias após a postura. As
larvas podem passar por seis a 10 ínstares ao longo de um período de 52 dias. Após esse
período, as larvas fazem um casulo da fibra do coco, onde vão permanecer durante a fase de
pré-pupa (4 a 17 dias) e a fase de pupa (8 a 23 dias). Após a emergência, os adultos ainda
permanecem dentro do casulo por aproximadamente sete dias. Os machos e as fêmeas podem
viver, em média, 44 e 40 dias, respectivamente. Por sua vez, Restrepo; Rivera; Raigosa
(1982), relataram que a duração do ciclo de biológico de R. palmarum pode variar
dependendo da fonte de alimento.
2.2.4 Hábitos e danos
A broca-do-olho-do-coqueiro tem hábito diurno, principalmente nas horas com
temperaturas mais amenas, sendo capaz de se deslocar 1,6 km por dia (HAGLEY, 1965). Esse
inseto penetra pela gema apical das palmáceas e entre as folhas em formação, danificando-as
e, consequentemente, destruindo-as. O ataque à gema apical ou os ferimentos causados
durante a colheita resultam em fermentação da seiva da planta, cujo odor atrai outros besouros
da mesma espécie, onde irão efetuar as posturas nas cicatrizes recém-abertas, reiniciando todo
o ciclo de vida do inseto (GALLO et al., 2002). Segundo Griffith (1968), 30 larvas são
suficientes para causar a morte de uma planta adulta. Em plantas jovens, é possível que um
número menor de larvas provoque o mesmo efeito (SÁNCHEZ; CERDA, 1993).
Esse inseto é o principal vetor do nematoide Bursaphelenchus cocophilus (Cobb,
1919) Baujard, 1989 (Nematoda: Aphelenchoididae), agente causal da doença conhecida
como “anel-vermelho”, que por sua vez é letal para o coqueiro e outras palmeiras (DUARTE
et al., 2008). Os sintomas podem variar conforme as condições ambientais, idade e variedade
21
das plantas afetadas. No campo, a doença surge em plantas adultas (5 a 15 anos). Os sintomas
da doença começam na ponta das folhas avançando em direção à ráquis. As folhas doentes
tornam-se necrosadas e quebram-se na base da ráquis. Em fase avançada da doença, a copa do
coqueiro fica com um aspecto amarelo-ouro, com exceção de um tufo central de folhas verdes
que se dobram, secam e a planta morre. Após o corte transversal do estipe do coqueiro,
observa-se um anel-vermelho (2 a 4 cm de largura). Esse anel é observado na parte mais alta
ou mais baixa do estipe, dependendo do local do início da infecção. Quando a infecção ocorre
pelas raízes, o anel-vermelho se desenvolve de baixo para cima, mas quando o inseto-vetor
faz a transmissão do nematoide de uma planta doente para outra sadia, o anel vermelho é
observado nas partes mais altas do estipe (CASTRO; LIMA; SANTANA, 2009).
A porcentagem de insetos de R. palmarum portadores do nematoide varia de uma
região para outra, inclusive entre lotes de uma mesma plantação (SÁNCHEZ; CERDA, 1993).
O inseto pode adquirir o nematoide na fase adulta quando em contato com plantas
contaminadas ou durante seu período larval, enquanto as larvas se desenvolvem nos tecidos
contaminados. A transmissão e a disseminação do nematoide também podem ocorrer através
das ferramentas utilizadas na colheita e tratos culturais, solo infestado, raízes, água de
irrigação e matéria orgânica infestada (WARWICK, 2005).
2.2.5 Métodos de controle
Controle mecânico
Para reduzir a população de R. palmarum e, consequentemente, diminuir os danos e
injúrias ocasionados pelo inseto, o controle pode ser realizado manualmente através da
atração dos insetos pelos odores das plantas hospedeiras, que após o corte fermentam dentro
do plantio de coco (FERREIRA, 2007/2008).
Controle químico
Ferreira (1987) indicou a instalação de iscas atrativas no coqueiral contendo pedaços
do estipe do coqueiro ou de palmeiras nativas pulverizadas com inseticida e cobertas com
folhas secas de coqueiro para atrair e matar os indivíduos adultos.
O controle químico de R. palmarum, por meio da pulverização de produtos, apresenta
uma baixa eficiência, tendo em vista o comportamento dos insetos adultos, pois estes não
permanecem nas plantas, apenas alimentam-se e ovipositam, e suas larvas completam o ciclo
22
no interior dos tecidos vegetais. Dependendo da variedade, o coqueiro apresenta um porte
elevado, além de uma filotaxia que dificulta a penetração de produtos (MENDONÇA, 2007).
Controle comportamental
O estudo do comportamento dos insetos proporcionou o desenvolvimento de novos
métodos que estão sendo adotados em programas de Manejo Integrado de Pragas (MIP). A
aplicabilidade de semioquímicos, substâncias químicas envolvidas na comunicação entre os
seres vivos, tem contribuído para a redução dos danos provocados em várias espécies de
brocas pertencentes à família curculionidae, devido à eficiência da captura massal por meio
destas substâncias, onde os resultados alcançados, nestes casos, apresentam-se mais eficientes
que a alternativa do controle químico (FERREIRA, 2007/2008).
Feromônios de agregação em coleópteros, geralmente, são produzidos pelos insetos
machos e, usualmente, atraem ambos os sexos (NAVARRO et al., 2002; FERREIRA,
2007/2008). A detecção dos insetos adultos por meio de armadilhas contendo feromônio de
agregação e a captura massal são ferramentas importantes para prevenir os danos provocados
pelas brocas e tornar o seu controle mais econômico, efetivo e seguro sob o ponto de vista
ambiental, proporcionando a racionalização de agrotóxicos no meio ambiente e preservando
os inimigos naturais (MOREIRA, 2005).
O feromônio de agregação 6-methyl-2(E)-hepten-4-ol, denominado rincoforol,
produzido pelos machos de R. palmarum, é utilizado no controle dessa praga e elimina o uso
de inseticidas, trazendo para o agricultor considerável economia (ROCHAT et al., 1991).
Porém, Jaffé et al. (1993) demonstraram que o feromônio sozinho exerce pouca atratividade,
pois, quando o mesmo é utilizado juntamente com pedaços de tecidos da planta, há aumento
significativo no número de insetos capturados, o que sugere uma interação entre os
componentes químicos da planta e o feromônio produzido pelo inseto. De acordo com Tiglia
et al. (1998), o uso da cana-de-açúcar, conjuntamente com o feromônio, aumenta a eficiência
das armadilhas na captura do R. palmarum, podendo quadruplicar o índice de coleta.
Controle biológico
Existem na natureza agentes bióticos com elevado potencial para provocar mudanças
na população de insetos, a exemplo de vírus, fungos, bactérias e nematoides, cuja utilização
em larga escala pode contribuir para manter a população da praga abaixo do NDE
(FERREIRA, 2002; CARVALHO; BARCELLOS, 2012). Dentre esses agentes biológicos de
23
controle de insetos, os fungos, pertencentes à cerca de 90 gêneros e 700 espécies, causam
cerca de 80% das enfermidades (ALVES, 1998a).
A primeira classificação de um entomopatógeno foi feita por Réaumur 1726,
identificando um fungo do gênero Cordyceps (Fr.) Link atacando um lepidóptero. O relato
pioneiro comprovando a ação entomopatogênica de um fungo foi feita em 1835, por Agostino
Bassi, o qual observou que o fungo Beauveria bassiana (Balsamo) Vuill. era o causador da
doença denominada “muscardine branca”, muito importante para o bicho-da-seda Bombyx
mori (Linneaus, 1758) (Lepidoptera: Bombycidae). Em 1865, Pasteur determinou como
agente causal da doença do bicho-da-seda o protozoário Nosema bombycis Nägeli 1857. O
primeiro trabalho sobre o controle de pragas com um fungo entomopatogênico foi realizado
pelo
russo
Metchnikoff
em
1878-79,
o
qual
utilizou
Metarhizium
anisopliae
(Metsch.) Sorokin para o controle de larvas do besouro Anisoplia austríaca (Herbst, 1783)
(Coleoptera: Scarabaeidae) (ALVES, 1998b).
2.3 Aspectos gerais sobre controle biológico com entomopatógenos
A maioria dos gêneros de fungos entomopatogênicos ocorre no Brasil, sendo que mais
de 20 incidem sobre pragas de importância econômica (ALVES, 1998a). Os fungos também
foram os primeiros patógenos de insetos a serem relatados e vêm sendo estudados há vários
anos no país. Os gêneros Metarhizium e Beauveria são os mais estudados e utilizados devido
ao amplo espectro de hospedeiros e facilidade de produção em laboratório (ALMEIDA;
MACHADO, 2006).
O controle biológico de pragas através da utilização de fungos entomopatogênicos é
uma opção que apresenta potencial de utilização sobre diversas espécies. Existem importantes
projetos de controle de pragas no Brasil envolvendo esses entomopatógenos, como por
exemplo: Anticarsia gemmatalis (Hübner, 1818) (Lepidoptera: Noctuidae), Mahanarva
posticata (Stål, 1855) (Hemiptera: Cercopidae), M. fimbriolata (Stål, 1854) (Hemiptera:
Cercopidae), Zulia entrerriana (Berg, 1879) (Hemiptera: Cercopidae), R. palmarum,
Cornitermes cumulans (Kollar, 1832) (Isoptera: Termitidae), Schistocerca pallens (Thunberg,
1815) (Orthoptera: Acrididae), Stiphra robusta (Mello-Leitão, 1939) (Orthoptera:
proscopiidae), Rhammatocerus schistocercoides (Rehn, 1906) (Orthoptera: Acrididae),
Cosmopolites sordidus (Germar, 1824) (Coleoptera: Curculionidae), Metamasius hemipterus
(Linnaeus, 1758) (Coleoptera: Curculionidae), Hypothenemus hampei (Ferrari, 1867)
(Coleoptera: Curculionidae) (NEVES; HIROSE, 2005; ALVES et al., 2008).
24
O fungo B. bassiana, de ampla distribuição geográfica, pode ser facilmente produzido
a um custo relativamente baixo, além de minimizar o impacto provocado pelos inseticidas
convencionais. Considerando a variabilidade genética existente na espécie B. bassiana e suas
implicações na virulência e adaptação às condições climáticas, a seleção de cepas é
fundamental em estudos de controle biológico de pragas com entomopatógenos (FANCELLI
et al., 2004). Esse fungo é utilizado em escala comercial na produção de inseticidas biológicos
em países como Estados Unidos e México (FARIA; MAGALHÃES, 2001; DALZOTO;
UHRY, 2009). No mundo, são encontrados diversos produtos comerciais para controle
biológico contendo B. bassiana como ingrediente ativo (BUTT; WALDEN, 2000).
O fungo B. bassiana pertence à classe de fungos entomopatogênicos Deuteromicetos
(fungos imperfeitos), apresentando um modo de crescimento dimórfico. Na ausência de
insetos hospedeiros, passa por um ciclo vegetativo assexuado que inclui germinação,
crescimento filamentoso e formação de conídio. Quando na presença do hospedeiro, passa
para o ciclo patogênico (RIBA; SILVY, 1989; BOVI, 2012). A maioria dos fungos penetram
nos insetos, principalmente, por contato e ingestão (LEITE et al., 2003; LOUREIRO et al.,
2005).
Fungos do gênero Trichoderma Persoon, pertencentes à classe dos Deuteromicetos,
são bastante utilizados no controle de doenças de plantas. Compreendem fungos de vida livre,
que se reproduzem assexuadamente, presentes com mais frequência em solos de regiões de
clima temperado e tropical (MACHADO et al., 2012; DIAS; BERBARA; FERNANDES,
2013).
Segundo Saito et al. (2009); Menezes et al. (2010), Trichoderma spp. é um
microrganismo que apresenta uma importante função ecológica, pois participa da
decomposição e mineralização dos resíduos vegetais, contribuindo com a disponibilização de
nutrientes para as plantas. Também é considerado um biofungicida natural, que reduz em até
100% as chances de qualquer fungo atingir a cultura. O Trichoderma spp. é um fungo de
crescimento rápido, daí a grande vantagem de utilização como agente de biocontrole em larga
escala. De acordo com Santos (2010), além da capacidade adaptativa elevada, apresentam
também grande potencial de dispersão.
Os fungos do gênero Trichoderma consomem outros fungos, matéria orgânica, insetos
e alguns nutrientes que são secretados pelas raízes. O principal mecanismo de ação desse
fungo é o micoparasitismo. O Trichoderma envolve o fungo a ser atacado, penetrando nas
células e causando danos, como: alterações da parede celular, retração da parede da
membrana plasmática e desordem no citoplasma. Quando o fungo é aplicado ao solo, é
25
alimentado pelos exsudatos das raízes, entrando em simbiose com as mesmas, as quais são
protegidas pelo fungo. A espécie T. harzianum Rifai atua como uma barreira que impede a
entrada de patógenos à raiz, podendo, também, ser entomopatogênico. Geralmente, seu modo
de entrada é por penetração na cutícula do inseto por uma combinação de degradação
enzimática, principalmente pelas enzimas protease e quitinase, e pressão mecânica pela
produção do haustório (SHAKERI; FOSTER, 2007).
De acordo com Alves (1998b), a utilização de patógenos para o controle de insetos
apresenta várias vantagens, tais como: especificidade e seletividade, preservando os inimigos
naturais; além da mortalidade direta dos insetos, podem afetar as gerações seguintes,
diminuindo a oviposição, viabilidade dos ovos e aumentando a susceptibilidade dos insetos a
outros métodos de controle biológico; controle mais duradouro; podem ser empregados
juntamente com inseticidas menos agressivos ao meio ambiente; os insetos dificilmente se
tornam resistentes aos patógenos devido às aplicações corretas nas culturas; podem se
multiplicar e se dispersar no ambiente afetando insetos não atingidos diretamente pela
aplicação; não poluem o ambiente e não são tóxicos ao homem e animais; entre outras.
Entretanto, como desvantagens, têm uma ação mais lenta; necessitam de condições ambientais
favoráveis para serem eficientes; a especificidade de alguns patógenos pode ser considerada
uma desvantagem; cuidados no armazenamento, de modo que mantenha a viabilidade e
patogenicidade do fungo; e risco de contaminação do material biológico.
O modo de ação dos fungos entomopatogênicos inicia-se com a adesão ao tegumento e
a germinação dos conídios sobre o inseto. Logo após, dá-se início a penetração, a partir da
combinação de pressão e degradação enzimática, atravessando a cutícula do inseto.
Posteriormente, ocorre a multiplicação do fungo na hemolinfa e a produção de toxinas. A
seguir ocorre a morte do inseto e o fungo coloniza todo o interior do hospedeiro.
Posteriormente, o micélio migra para o exterior do corpo do inseto, passando através do
tegumento, esporula sobre a superfície do inseto e, finalmente os propágulos são
disseminados no ambiente (MOUATCHO, 2010) (Figura 2).
Pesquisas têm demonstrado que B. bassiana é capaz de infectar insetos em diferentes
estágios de desenvolvimento, causando elevados índices de mortalidade, podendo chegar a
100% em condições de laboratório (ALVES, 1998a; ROHDE et al., 2006; RONDELLI et al.,
2012).
26
Figura 2 - Processo de infecção de um fungo entomopatogênico.
Adesão do esporo na cutícula
Germinação e formação do apressório
Penetração na cutícula
Invasão da epiderme e hipoderme
Invasão do tecido normal por hifas
Proliferação das hifas no corpo e na hemolinfa
Morte do inseto
Crescimento saprofítico
Fonte: Clarkson; Charnley (1996).
Estudando isolados de B. bassiana, Figuêiredo et al. (2002), demonstraram
patogenicidade para a fase larval da broca-gigante Telchin licus licus (Drury, 1770)
(Lepidoptera: Castniidae).
Alves et al. (2008) relataram que a broca-comum Diatraea saccharalis (Fabricius,
1794) (Lepidoptera: Crambidae) é susceptível ao fungo B. bassiana, o qual ocorre
naturalmente infectando cerca de 10% das lagartas, nas condições da região Nordeste do
Brasil.
Almeida et al. (2009) avaliaram isolados de B. bassiana sobre adultos do moleque-dabananeira C. sordidus e constataram que os isolados IBCB 74, IBCB 87 e IBCB 146,
apresentam potencial para o controle microbiano dessa praga. Do mesmo modo, CorreaCuadros; Rodríguez-Bocanegra; Sáenz-Aponte (2014) observaram a susceptibilidade de
Plutella xylostella (L., 1758) (Lepidoptera: Plutellidae) a vários isolados do fungo B. bassiana
em laboratório.
Martins; Maruyama; Marugana (2007), selecionando isolados de B. bassiana,
constataram que esse fungo é patogênico para Alabama argillacea (Hübner, 1823)
(Lepidoptera: Noctuidae).
27
A alta capacidade de disseminação dos propágulos dos entomopatógenos é uma
característica favorável à ocorrência de doenças nas populações de insetos, denominada
epizootia. O desenvolvimento de epizootias está relacionado com a dinâmica da população de
insetos, o número de conídios fúngicos e sua viabilidade, a eficiência de infecção e
desenvolvimento do microrganismo (MEYLING; EILENBERG, 2007). A capacidade de
sobrevivência dos propágulos no ambiente é variável nos diferentes grupos e até mesmo entre
as raças, permanecendo no ambiente através de insetos mortos (FANCELLI et al., 2004). Os
fungos entomopatogênicos ocorrem naturalmente no ambiente, sendo a temperatura ideal
entre 20ºC e 30ºC, e necessitam de alta umidade para os esporos germinarem e penetrarem
através da cutícula do inseto. A sobrevivência dos esporos pode ser reduzida em condições de
campo após exposição a radiações solares (TANG; HOU, 2001).
A tomada de decisão da melhor estratégia de controle baseia-se na integração entre as
táticas existentes. Estas podem ser adotadas para potencializar a ocorrência natural, introduzir
e conservar o inóculo dos patógenos em uma determinada área ou mesmo promover um efeito
sinérgico (ROSSI-ZALAF et al., 2008). Uma estratégia utilizada no controle de pragas,
especialmente de coleópteros, é a associação de fungos entomopatogênicos com atrativos
alimentares (iscas atrativas) juntamente com o uso de feromônios. Os insetos contaminados
têm grande capacidade de voo, e podem contribuir para a disseminação da doença no campo.
Esse método é bastante utilizado para o controle de R. palmarum, M. hemipterus e C.
sordidus (BORGES; SOUZA, 2004; ALVES et al., 2008), porém é necessário o
aperfeiçoamento desse método, através da seleção de isolados fúngicos mais virulentos, para
garantir maior eficiência no MIP.
2.4 Aspectos gerais sobre nutrição de insetos e dietas artificiais
2.4.1 Necessidades nutricionais dos insetos
A nutrição de insetos adquire importância em virtude da necessidade crescente de sua
produção massal visando à resolução de problemas relacionados à entomologia básica e
aplicada (FONSECA et al., 2005).
A maioria dos insetos tem exigências nutricionais qualitativas semelhantes, uma vez
que a composição química dos tecidos e processos metabólicos básicos são geralmente
similares. Porém, grandes variações nestas exigências podem ocorrer e elas refletem
diferenças no metabolismo, ou são resultantes de reservas acumuladas num estágio anterior de
28
desenvolvimento, ou da capacidade do inseto associar-se a microrganismos para sintetizar
certos nutrientes (PARRA, 2009). Segundo Panizzi; Parra (2009), os seres vivos, geralmente,
são um reflexo daquilo que consomem e, no caso dos insetos, muitos aspectos da sua biologia
estão inseridos dentro de um contexto nutricional.
Hagen (1976) discute o papel da nutrição no manejo de insetos e salienta que aspectos
vitais como crescimento, metamorfose, reprodução, localização e seleção do hospedeiro, bem
como defesa, são influenciados por fatores nutricionais.
Os insetos têm como exigências nutricionais básicas: aminoácidos, vitaminas e sais
minerais (nutrientes essenciais) e carboidratos, lipídios e esteróis (nutrientes não-essenciais).
Uma dieta artificial corretamente formulada possui propriedades físicas e produtos químicos
que estimulam e mantêm a alimentação, com nutrientes (essenciais e não-essenciais) em
proporções balanceadas para produzir ótimo crescimento e desenvolvimento, e deve ser livre
de microrganismos contaminantes (PARRA; PANIZZI; HADDAD, 2009).
2.4.2 Criação de insetos em dietas artificiais
De acordo com Parra et al. (2002), existem três formas de se obter insetos: 1)
coletando populações no campo; 2) mantendo, em laboratório, populações em hospedeiros
naturais; e 3) mantendo, em laboratório, populações em dietas artificiais.
Uma dieta artificial adequada é aquela que: propicia alta viabilidade larval; produz
insetos com duração da fase larval igual à da natureza; origina adultos com alta capacidade
reprodutiva; é indicada para mais de uma espécie de insetos; contenha na sua composição
ingrediente de baixo custo e facilmente adquiridos; apresente uma viabilidade total superior a
75%; e mantenha a qualidade do inseto ao longo das gerações (PARRA, 2009). A viabilização
da criação com dieta artificial de baixo custo, que possa suprir as necessidades fisiológicas
dos insetos, permitirá uma técnica com melhor relação custo-benefício (PASINI; PARRA;
LOPES, 2007).
Bueno (2000); Trivellato (2010) enfatizam que um dos problemas frequentemente
encontrados em criações de insetos é a ocorrência de patógenos ou contaminantes
microbianos, levando a uma alta mortalidade, desenvolvimento prolongado, adultos de
tamanho pequenos, amplas flutuações na qualidade dos insetos e efeitos patológicos diretos.
O contaminante microbiano mais comumente encontrado em criações de insetos são os
fungos, seguidos por bactérias, vírus, protozoários e nematoides. Os insetos coletados no
29
campo para iniciar uma colônia no laboratório e os ingredientes da dieta são as principais
fontes de contaminantes microbianos.
A criação de insetos em laboratório tem se mostrado importante para diferentes
finalidades, tais como: estudos de resistência de plantas a insetos; bioensaios com inseticidas;
produção de inimigos naturais; estudos de biologia e de exigências nutricionais; produção de
insetos estéreis; testes com feromônio e outros semioquímicos; entre outros (PARRA, 1999).
Parra (1998) distingue três categorias de criações de insetos em laboratório: 1) criação
em pequena escala para pesquisas básicas ou para objetivos genéricos; 2) criação de médio
porte; e 3) criação massal, geralmente envolvendo operações semelhantes a uma fábrica,
servindo de suporte a programas de controle de pragas.
Embora seja possível manter os insetos em alimento natural, é exigida elevada mãode-obra para manipulação das espécies vegetais utilizadas na alimentação dos insetos. Uma
alternativa é a utilização de dietas artificiais, que além de proporcionar a manutenção contínua
dos insetos em laboratório, permitem diminuir a mão-de-obra nas criações (SINGH, 1983).
Entretanto, é necessário o constante aperfeiçoamento das técnicas de criação, especialmente
das dietas artificiais, visando manter a qualidade biológica dos insetos ao longo das gerações,
uma vez que a quantidade e a qualidade do alimento afetam a taxa de crescimento, o tempo de
desenvolvimento, o peso do corpo, a sobrevivência, influenciam a fecundidade, longevidade,
movimentação e capacidade de competição de adultos (PANIZZI; PARRA, 2009).
Embora algumas dietas artificiais sejam satisfatórias para o crescimento do inseto, nas
mesmas podem faltar fagoestimulantes físicos ou químicos (compostos que liberam o
comportamento de alimentação e induzem os insetos a se alimentar, podendo não ser os
mesmos em cada estágio de desenvolvimento do inseto), ou mesmo características físicas ou
biológicas que permitam o ótimo desenvolvimento do inseto, pois mesmo oferecendo ao
inseto uma dieta considerada adequada, o mesmo poderá não se desenvolver normalmente
(PARRA, 2009).
Waldbauer; Friedman (1991) salientam que é necessário que um certo limite
energético seja atingido para que esses processos ocorram normalmente, pois formas jovens
alimentadas de forma inadequada, formarão pupas e adultos de má qualidade, geralmente sem
condições de competir no meio ambiente.
30
2.4.3 Composição das dietas artificiais
Segundo Cohen (2004); Parra (2009), as exigências nutricionais dos insetos são
determinadas em estudos com dietas artificiais, e a função de alguns nutrientes serão definidas
a seguir:
Aminoácidos
São exigidos para produção de proteínas estruturais e enzimas. Estão normalmente
presentes na dieta como proteínas, pois estas são formadas por ligações de aminoácidos
(ligações peptídicas). Proteínas ou aminoácidos são sempre essenciais à dieta de insetos em
desenvolvimento e são exigidos em altas concentrações para um crescimento ótimo.
Para o crescimento e desenvolvimento, os insetos necessitam, no mínimo, dos 10
aminoácidos essenciais (arginina, histidina, isoleucina, leucina, lisina, metionina, fenilalanina,
treonina, triptofano e valina), sendo os demais sintetizados a partir deles. Os 10 aminoácidos
essenciais são também exigidos por insetos adultos para a produção de ovos. No entanto,
várias espécies podem obtê-los da alimentação larval e os adultos não precisam ingeri-los.
Vitaminas
São substâncias orgânicas exigidas em pequenas quantidades que atuam nos processos
metabólicos, fornecendo componentes estruturais das enzimas. As vitaminas hidrossolúveis
(vitaminas do complexo B) são essenciais para a maioria dos insetos. Assim, tiamina,
riboflavina, ácido nicotínico, piridoxina e ácido pantotênico são essenciais para diversos
insetos, enquanto biotina e ácido fólico são essenciais somente para um número menor de
insetos.
A colina, apesar de apresentar função diferente em relação às vitaminas do complexo
B, é exigida em doses mais elevadas que as vitaminas típicas e é essencial a todos os insetos.
Sais minerais
São importantes para o balanceamento iônico e a permeabilidade da membrana dos
insetos, muitas vezes, atuando como ativadores enzimáticos. Sabe-se que os insetos
necessitam para crescimento e desenvolvimento de quantidades elevadas de potássio, fosfato
e magnésio, e quantias menores de cálcio, sódio e cloro. Entretanto, é difícil determinar as
quantidades que os insetos necessitam destes últimos sais, pois, como as exigências são
31
pequenas, muitas vezes elas são fornecidas por meio de impurezas de outros componentes da
dieta.
Carboidratos
São a principal fonte de energia dos insetos. Podem ser convertidos em gorduras para
armazenamento e contribuir para a produção de aminoácidos. Sendo assim, os carboidratos, as
gorduras e proteínas são envolvidos em ciclos de reações produtoras de energia. Geralmente,
os insetos exigem elevadas quantidades de carboidratos em suas dietas.
Esteróis
São essenciais para quase todos os insetos e tem como funções: promover a ovogênese
e o crescimento larval, ser responsável pela esclerotização da cutícula, desempenhar papel
metabólico e anti-infeccioso, e ser precursor de hormônios esteroides.
Ácidos nucleicos
Esses ácidos ou os seus componentes (nucleotídeos, nucleosídeos e bases) formam
outra categoria de fatores de crescimento solúveis em água e que são necessários para
construção do ácido ribonucleico (RNA) e do ácido desoxirribonucleico (DNA). O
desenvolvimento larval de alguns insetos em dietas sem ácido nucleico ocorre de maneira
muito lenta. Porém, se for adicionado RNA (ou adenina) à dieta, o seu desenvolvimento se
dará mais rapidamente (PARRA, 2009).
Água
Os insetos exigem água e a maioria dos insetos terrestres contêm pelo menos 70% de
água. Muitos insetos exigem altas umidades no alimento; a água dilui os nutrientes e faz com
que eles sejam mais consumidos.
Lipídios
As gorduras são a principal forma na qual a energia é armazenada. Os insetos utilizam
lipídios e podem sintetizá-los a partir de proteínas e carboidratos. São ésteres de um ou mais
ácidos graxos e glicerol, os quais são formados a partir de uma hidrólise enzimática no trato
digestivo dos insetos.
32
Constituem estruturas celulares, atuam como hormônios e formam importantes
reservas energéticas que são fundamentais em algumas situações de grande demanda
metabólica, tais como o voo e a produção de ovos (ARRESE et al., 2001).
33
REFERÊNCIAS
Almeida, J.E.M.; Machado, L.A. Controle biológico de insetos e ácaros. Boletim
Técnico do Instituto Biológico, São Paulo, n.15, 2006, 85p.
Almeida, A.M.B. et al. Seleção de isolados de Beauveria bassiana para o controle de
Cosmopolites sordidus (Germar, 1824) (Coleoptera: Curculionidae). Arquivos do Instituto
Biológico, v.76, n.3, p.489-493, 2009.
Alves, S.B. Fungos entomopatogênicos. In: Alves, S.B. (Ed.). Controle microbiano de
insetos. 2. ed. Piracicaba: FEALQ, 1998a. n.4. p.289-382.
Alves, S.B. Patologia e controle microbiano: vantagens e desvantagens. In: Alves, S.B (Ed.).
Controle microbiano de insetos. 2. ed. Piracicaba: FEALQ, 1998b. n.4. p.21-38.
Alves, S.B. et al. Fungos entomopatogênicos usados no controle de pragas na América Latina.
In: Alves, S.B.; Lopes, R.B. (Eds.). Controle microbiano de pragas na América Latina:
avanços e desafios. v.14. Piracicaba: FEALQ, 2008. p.69-110.
Ambrogi, B.G. et al. Feromônios de agregação em curculionidae (Insecta: Coleoptera) e sua
implicação taxonômica. Química Nova, v.32, n.8, p.2151-2158, 2009.
Arrese, E.L. et al. Lipid storage and mobilization in insects: current status and future
directions. Insect Biochemistry and Molecular Biology, v.31, n.1, p.7-17, 2001.
Borges, A.L.; Souza, L.S. O Cultivo da bananeira. Cruz das Almas, BA: Embrapa
Mandioca e Fruticultura, 2004. 279p.
Bovi, E.C.V. Caracterização patogênica e molecular de isolados de Beauveria sp. e
Metarhizium sp de diferentes regiões do Brasil para o controle de Diatraea saccharalis
Fabricius (Lepidoptera: Crambidae). 2012. 166f. Dissertação (Mestrado em Microbiologia
Industrial), Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”, São José do Rio Preto,
SP, 2012.
Bueno, V.H.P. Controle biológico de pragas: produção massal e controle de qualidade.
Lavras, MG: UFLA, 2000. 206p.
Butt, T.M.; Walden, S. Fungal biological control agents. Pesticide Outlook, v.11, p.186-191,
2000.
34
Carvalho, N.L.; Barcellos, A.L. Adoção do manejo integrado de pragas baseado na percepção
e educação ambiental. Revista Eletrônica em Gestão, Educação e Tecnologia Ambiental,
v.5, n.5, p.749-766, 2012.
Castro, J.M.C.; Lima, C.R.F.; Santana, M.L.M.P. Nematoide do anel vermelho do coqueiro e
medidas de manejo. Instruções Técnicas da Embrapa Semiárido, Petrolina, PE, dezembro,
2009. n.88.
Clarkson, J.M.; Charnley, A.K. New insights into the mechanisms of fungal pathogenesis in
insects. Trends in Microbiology, v.4, p.197-203, 1996.
Cohen, A.C. Insect Diets: Science and Technology. CRC Press: Boca Raton, 2004, 330p.
Correa-Cuadros, J.P.; Rodríguez-Bocanegra, M.X.; Sáenz-Aponte, A. Susceptibility of
Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae; Linnaeus 1758) to Beauveria bassiana Bb9205,
Metarhizium anisopliae Ma9236 and Heterorhabditis bacteriophora HNI0100. Universitas
Scientiarum, v.9, n.3, p.277-285, 2014.
Costa, R.S.C. et al. Cultivo do Coqueiro em Rondônia. Sistemas de Produção - EMBRAPA,
Rondônia, dezembro, 2005. n.6.
Costa-Carvalho, R.R. Epidemiologia da resinose do coqueiro e sensibilidade de
Thielaviopsis paradoxa a óleos essenciais. 2011. 82f. Tese (Doutorado em Fitopatologia),
Universidade Federal de Lavras, MG, 2011.
Dalzoto, P.R.; Uhry, K.F. Controle biológico de pragas no Brasil por meio de Beauveria
bassiana (Bals.) Vuill. Biológico, v.71, n.1, p.37-41, 2009.
Dias, P.P.; Berbara, R.L.L.; Fernandes, M.C.A. Controle de Rhizoctonia solani e Fusarium
oxysporum f.sp. phaseoli por biopreparados de isolados de Trichoderma spp. Summa
Phytopathologica, v.39, n.4, p.258-262, 2013.
Duarte, A.G. et al. Disposição do nematoide Bursaphelenchus cocophilus (Cobb) Baujard, em
coqueiros portadores da doença anel-vermelho. Revista Brasileira de Fruticultura, v.30,
n.3, p.622-627, 2008.
Fancelli, M. et al. Controle biológico de Cosmopolites sordidus (Germ.) (Coleoptera:
Curculionidae) pelo fungo Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. Comunicado Técnico EMBRAPA, Cruz das Almas, BA, julho, 2004. n.102.
35
FAO. Food and Agriculture Organization of the United Nations – FAOSTAT. 2013.
Disponível em: <http://faostat3.fao.org/faostat-gateway/go/to/download/Q/QC/E> Acesso em:
04/01/2014.
Faria, M.R.; Magalhães, B.P. O uso de fungos entomopatogênicos no Brasil: situação atual e
perspectivas. Biotecnologia Ciência & Desenvolvimento, v.22, p.18-21, 2001.
Ferreira, J.M.S. Proteção fitossanitária do coqueiral III. Controle de pragas no campo.
Circular Técnica - EMBRAPA, Aracaju, SE, novembro, 1987. n.7, 23p.
Ferreira, J.M.S. Controle biológico do agente transmissor do nematoide causador do anelvermelho-do-coqueiro. Circular Técnica – EMBRAPA, Aracaju, SE, Outubro, 2002. n.31.
Ferreira, J.M.S. Manejo integrado de pragas do coqueiro. Ciência Agrícola, v.8, n.1, p.21-29,
2007/2008.
Ferreira, J.M.S. et al. Pragas do coqueiro. In: Sobrinho, R.B.; Cardoso, J.E.; Freire, F.C.O.
(Eds.). Pragas de fruteiras tropicais de importância agroindustrial. Brasília: EMBRAPA,
1998. p.81-118.
Figuêiredo, M.F.S. et al. Seleção de isolados de Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. e
Metarhizium anisopliae (Metsch.) Sorok. contra a broca gigante da cana-de-açúcar Castnia
licus (Drury) (Lepidoptera: Castniidae). Neotropical Entomology, v.31, p.397-403, 2002.
Fonseca, F.L. et al. A. Efeito de dietas artificiais para a alimentação de adultos de Bonagota
cranaodes (Meyrick) (Lepidoptera: Tortricidae), em laboratório. Ciência Rural, v.35, n.6,
p.1229-1233, 2005.
Fontes, H.R.; Ferreira, J.M.S.; Siqueira, L.A. Sistema de produção para a cultura do coqueiro.
Sistemas de Produção – EMBRAPA, Aracaju, SE. Dezembro, 2002. n.1, 65p.
Fontes, H.R.; Wanderley, M. Situação atual e perspectivas para a cultura do coqueiro no
Brasil. Documentos – EMBRAPA, Aracaju, SE, novembro, 2006. n.94.
Gallo, D. et al. Entomologia Agrícola. Piracicaba: FEALQ, v.10, 2002, 920p.
Griffith, R. The relationship between the red ring nematode and the palm weevil. Journal of
the Agricultural Society of Trinidad and Tobago, v.68, p.342-356, 1968.
36
Hagen, K. S. Role of nutrition in insect management. Proceedings Tallahassee Timbers
Conference on Ecological Animal Control Habitat Management, n.6, p.221-261, 1976.
Hagley, E.A.C. On the life history and habitats of the palm weevil Rhynchophorus palmarum
(L.). Annals of the Entomological Society of America, v.58, p.22-28, 1965.
Howard, F.W. The animal class Insecta and the plant family Palmae. In: Howard, F.W. et al.
al. (Eds.). Insects on palms. Wallingford: CABI Publishing, 2001. p.1-32.
IBGE. Sistema IBGE de Recuperação Automática – SIDRA. Levantamento sistemático da
produção agrícola: safra 2014. Disponível em:
<http://www.sidra.ibge.gov.br/bda/tabela/protabl.asp?c=1618&z=t&o=1&i=P> Acesso em:
28/01/2015.
Jaffé, K. et al. Chemical ecology of the palm weevil Rhynchophorus palmarum (L.)
(Coleoptera: Curculionidae): attraction to host plants and to a male-produced aggregation
pheromone. Journal of Chemical Ecology, v.19, p.1703-1720, 1993.
Kogan, M. Criação de insetos: bases nutricionais e aplicação em programas de manejo de
pragas. In: Congresso Brasileiro de Entomologia, 6., 1980, Campinas. Anais... Campinas:
Fundação Cargill, 1980. p.45-75.
Kogan, M. Integrated pest management: historical perspective and contemporary
development. Annual Review of Entomology, v.43, p.243-270, 1998.
Leite, L.G. et al. Produção de fungos entomopatogênicos. Ribeirão Preto: A.S.P., 2003.
92p.
Loureiro, E.S. et al. Seleção de isolados de Metarhizium anisopliae (Metsch.) Sorok. contra a
cigarrinha da raiz da cana-da-açúcar Mahanarva fimbriolata (Stål) (Hemiptera: Cercopidae)
em laboratório. Neotropical Entomology, v.34, p.791-798, 2005.
Machado, D.F.M. et al. Trichoderma no Brasil: o fungo e o bioagente. Revista de Ciências
Agrárias, v.35, p.274-288, 2012.
Magalhães, V.H.P.; Silva Neves, M.A.F. Utilização do pericarpo de coco verde (Cocos
nucifera L. - Arecaceae) para a remoção de resíduos de íons cromo (VI) em soluções aquosas.
Perspectivas da Ciência e Tecnologia, v.3, n.1/2, p.10-16, 2011.
37
Martins, G.L.M.; Maruyama, L.C.T.; Marugana, W.I. Agentes microbianos no controle de
Alabama argilacea (Hübner, 1818) (Lepidoptera: Noctuidae) em algodoeiro. Arquivos do
Instituto Biológico, v.74, p.23-27, 2007.
Martins, C.R.; Jesus Junior, L.A. Evolução da produção de coco no Brasil e o comércio
internacional - Panorama 2010. Documentos - Embrapa Tabuleiros Costeiros, Aracaju, SE,
junho, 2011. n.164.
Mendonça, M.C. Contribuição ao controle biológico de Rhynchophorus palmarum atividade de voo, eficiência de autoinoculação e caracterização molecular de isolados de
Beauveria bassiana. 2007. 97f. Tese (Doutorado em Química e Biotecnologia), Universidade
Federal de Alagoas, Maceió, 2007.
Menezes, J.P. et al. Toxicologia do biopreparado a base de Trichoderma sp. (isolado UFSM
T17) administrado em mamífero. Revista da FZVA, v.17, n.1, p.38-50, 2010.
Meyling, N.V.; Eilenberg, J. Ecology of the entomopathogenic fungi Beauveria bassiana and
Metarhizium anisopliae in temperate agroecosystems: potential for conservation biological
control. Biological Control, v.43, p.145-155, 2007.
Moreira, M.A.B. Identificação, dinâmica da produção e potencial de uso do feromônio de
agregação de Pseudopiazurus obesus (Boheman, 1838) (Coleoptera: Curculionidae).
2005. 120f. Tese (Doutorado em Ciências Biológicas), Universidade Federal do Paraná,
Curitiba, 2005.
Mouatcho, J.C. The use of entomopathogenic fungi against Anopheles funestus Giles
(Diptera: Culicidae). 2010. 162f. Tese (Doutorado em Filosofia), University of the
Witwatersrand, Johannesburg, 2010.
Navarro, D.M.A.F. et al. Aspectos práticos relacionados ao uso do rincoforol, o feromônio de
agregação da broca-do-olho-do-coqueiro Rhynchophorus palmarum L. (Coleoptera:
Curculionidae) no controle de pragas do coqueiro: análise de sua eficiência em campo.
Química Nova, v.25, n.1, p.32-36, 2002.
Neves, P.M.O.J.; Hirose, E. Seleção de isolados de Beauveria bassiana para o controle
biológico da broca-do-café, Hypothenemus hampei (Ferrari) (Coleoptera: Scolytidae).
Neotropical Entomology, v.34, p.77-82, 2005.
OEPP. Organization Européenne et Méditerranéenne pour la Protection des Plantes.
Rhynchophorus palmarum. European and Mediterranean Plant Protection Organization.
OEPP/EPPO, Bulletin OEPP/EPPO, v.35, p.468-471, 2005.
38
Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. Introdução à bioecologia e nutrição de insetos como base para o
manejo integrado de pragas. In: Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. (Eds.). Bioecologia e nutrição de
insetos – base para o manejo integrado de pragas. Brasília: Embrapa, Brasília, 2009, p.21-36.
Parra, J.R.P. Criação de insetos para estudos com patógenos. In: Alves, S.B. (Ed.). Controle
microbiano de insetos. 2. ed. Piracicaba: FEALQ, 1998. n. 4. p.1015-1038.
Parra, J.R.P. Técnicas de criação de insetos para programas de controle biológico.
Piracicaba: FEALQ, 1999. 134p.
Parra, J.R.P. A evolução das dietas artificiais e suas interações em ciência e tecnologia. In:
Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. (Eds.). Bioecologia e nutrição de insetos – base para o manejo
integrado de pragas. Brasília: Embrapa, 2009, p.91-174.
Parra, J.R. et al. Controle biológico no Brasil: parasitoides e predadores. São Paulo: Malone,
2002. 603p.
Parra, J.R.P.; Panizzi, A.R.; Haddad, M.L. Índices nutricionais para medir consumo e
utilização de alimentos por insetos. In: Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. (Eds.). Bioecologia e
nutrição de insetos – base para o manejo integrado de pragas. Brasília: Embrapa, 2009, p.3790.
Pasini, A.; Parra, J.R.P.; Lopes, J.M. Dieta artificial para criação de Doru luteipes (Scudder)
(Dermaptera: Forficulidae), predador da lagarta-do-cartucho do milho, Spodoptera frugiperda
(J. E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae). Neotropical Entomology, v.36, n.2, p.308-311, 2007.
Restrepo, L.G.; Rivera, F.; Raigosa, J. Ciclo de vida, hábitos y morfometría de Metamasius
hemipterus Oliver. y Rhynchophorus palmarum L. (Coleoptera: Curculionidae) en caña de
azúcar (Sacharum oficinarum L.). Acta Agronómica, v.32, p.33-44, 1982.
Riba, G.; Silvy, C. Combattre les ravageurs des cultures. Enjeux et perspectives. Paris:
INRA, 1989. 230p.
Rochat, D. et al. Male-produced aggregation pheromone of the American palm weevil,
Rhynchophorus palmarum (L.) (Coleoptera: Curculionidae): collection, identification,
electrophysiogical activity, and laboratory bioassay. Journal of Chemical Ecology, v.17,
n.11, 1991.
39
Rohde, C. et al. Seleção de isolados de Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. e Metarhizium
anisopliae (Metsch.) Sorok. contra o cascudinho Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleoptera:
Tenebrionidae). Neotropical Entomology, v.35, p.231-240, 2006.
Rondelli, V.M. et al. Seleção de isolados de Beauveria bassiana potenciais para o controle da
traça-das-crucíferas. Horticultura Brasileira, v.30, n.3, p.391-396, 2012.
Rossi-Zalaf, L.S. et al. Interação de microrganismos com outros agente de controle de pragas
e doenças. In: Alves, S.B.; Lopes, R.B. (Eds.). Controle microbiano de pragas na América
Latina: avanços e desafios. Piracicaba: FEALQ, 2008, p.279-302.
Saito, L.R. et al. Aspectos dos efeitos do fungo Trichoderma spp. no biocontrole de patógenos
de culturas agrícolas. Pesquisa Aplicada & Agrotecnologia, v.2, n.3, p.203-208, 2009.
Sánchez, P.A.; Cerda, H. El complejo Rhynchophorus palmarum (L.) (Coleoptera:
Curculionidae) - Bursaphelenchus cocophilus (Cobb) (Tylenchida: Aphelenchoididae), en
palmeras. Boletín de Entomología Venezolana, v.8, p.1-18, 1993.
Sánchez, P.A. et al. Biology and behaviour of Rhynchophorus palmarum. Boletín de
Entomología Venezolana, v.8, p.83-93, 1993.
Sánchez-Soto, S.; Nakano, O. Registro de Rhynchophorus palmarum L. (Coleoptera:
Curculionidae) no Estado de Mato Grosso do Sul. Neotropical Entomology, v.31, n.4, p.659660, 2002.
Santos, P.R. Identificação de isolados de Trichoderma spp. Utilizando marcadores do tipo
RAPD e DNA Barcode. 2010. 69f. Dissertação (Mestrado em Biologia), Universidade
Federal de Goiás, Goiânia, 2010.
Sarro, F.B. Biologia da broca do pedúnculo floral do coqueiro Homalinotus coriaceus
(Gyllenhal, 1836) (Coleoptera: Curculionidae) em três dietas. 2002. 70f. Dissertação
(Mestrado em Agronomia), Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”,
Botucatu, SP, 2002.
Shakeri, J.; Foster, H.A. Proteolytic activity and antibiotic production by Trichoderma
harzianum in relation to pathogenicity to insects. Enzyme and Microbial Technology, v.40,
p.961–968, 2007.
Singh, P. A general purpose laboratory diet mixture for rearing insects. Insect Science, v.4,
p.357-362, 1983.
40
Siqueira, L.A.; Aragão, W.M; Tupinambá, E.A. A introdução do coqueiro no Brasil.
Importância histórica e agronômica. Documentos - EMBRAPA, Aracaju, SE, novembro,
2002. n.47.
Tang, L.C.; Hou, R.F. Effects of environmental factors on virulence of the
entomopathogenic fungus, Nomuraea ruleyi, against the corn earworm, Helicoverpa
armigera (Lepidoptera: Noctuidae). Journal of Applied Entomology, v.125, p.243-248,
2001.
Tiglia, E.A. et al. Eficiência de armadilhas com feromônio de agregação e cana-de-açúcar na
captura de Rhynchophorus palmarum (L.). Anais da Sociedade Entomológica do Brasil,
v.27, n.2, p.177-183, 1998.
Trivellato, G.F. Aspectos biológico e suas implicações na qualidade da produção massal
de Chrysoperla externa (Hagen, 1861) (Neuroptera: Chrysopidae). 2010. 68f. Dissertação
(Mestrado em Ciências), Universidade de São Paulo, São Paulo, 2010.
Waldbauer, G.P.; Friedman, S. Self-selection of optimal diets by insects. Annual Review of
Entomology, v.36, p.43-63, 1991.
Warwick, D.R.N. Principais Características do anel-vermelho e murcha-de-fitomonas.
Comunicado Técnico - EMBRAPA, Aracaju, SE, julho, 2005. n.38.
Wattanapongsiri, A. A revision of the genera Rhynchophorus and Dynamis (Coleoptera:
Curculionidae). Department of Agricultural Science Bulletin, v.1, p.1-328, 1966.
41
3 ASPECTOS BIOLÓGICOS DE Rhynchophorus palmarum (LINNAEUS, 1758)
(COLEOPTERA: CURCULIONIDAE) EM DIETAS ARTIFICIAIS
RESUMO
Este trabalho teve como objetivo avaliar a influência de duas dietas artificiais sobre os
aspectos biológicos qualitativos e quantitativos de Rhynchophorus palmarum (Linnaeus,
1758) (Coleoptera: Curculionidae). Na fase de ovo, foi determinado o período de incubação
(dias) e a fertilidade (%). Para a fase larval foi calculada a viabilidade total e a viabilidade por
ínstar (%), duração dos ínstares larvais e a duração total do período larval (dias), a largura da
cápsula cefálica (mm) e o peso (g) das larvas nas duas dietas (A e B). Pôde-se determinar
também a duração das fases de pré-pupa e pupa (dias), bem como o peso (g), viabilidade (%)
e a ocorrência de deformações (%) nas pupas. Após a emergência dos adultos de R.
palmarum, foi realizada a sexagem e observada a razão sexual, a presença de adultos
defeituosos (%), o peso (g) e comprimento (mm) dos machos e fêmeas das duas dietas
artificiais. Após a formação dos casais, foram determinados os períodos de pré-oviposição,
oviposição e pós-oviposição (dias), fecundidade total e diária, longevidade dos machos e das
fêmeas (dias), e duração do ciclo biológico (dias). Foi calculada a absorbância das amostras
dos adultos de R. palmarum provenientes das duas dietas artificiais. O delineamento
experimental foi inteiramente casualizado e todas as variáveis das duas dietas artificiais foram
submetidas à análise de variância (ANOVA) e as médias comparadas pelo teste t ao nível de
5% de significância. A dieta A proporcionou uma maior viabilidade de larvas e pupas de R.
palmarum. Para as dietas A e B, as larvas se desenvolveram em 142 dias e em 125 dias,
respectivamente, apresentando entre 11 e 13 ínstares, não diferindo entre si. A porcentagem
de pupas deformadas na dieta B foi maior em relação à dieta A. As fêmeas da dieta A se
caracterizaram por apresentaram maior peso e comprimento, quando comparadas às fêmeas
da dieta B. O período de oviposição das fêmeas provenientes da dieta A foi de 32,4 dias,
diferindo estatisticamente das fêmeas da dieta B com 23,5 dias. O ciclo biológico (ovo a ovo)
na dieta A foi de 213,5 dias e na dieta B 194,3 dias, porém não diferiram entre si. Em relação
ao teor de lipídios de R. palmarum, os machos adultos da dieta B apresentaram maiores
médias de absorbância, enquanto as fêmeas da dieta B apresentaram valores menores.
Palavras-chave: Insecta. Broca-do-olho-do-coqueiro. Biologia. Metabolismo de lipídios.
42
BIOLOGICAL ASPECTS OF Rhynchophorus palmarum (LINNAEUS, 1758)
(COLEOPTERA: CURCULIONIDAE) IN ARTIFICIAL DIETS
ABSTRACT
This work aimed to evaluate the influence of two artificial diets on the qualitative and
quantitative biological aspects of Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera:
Curculionidae). At the egg stage, it was determined the incubation period (days) and fertility
(%). For the larval stage was calculated total viability and the viability for instar (%), duration
of larval instars and the total duration of the larval period (days), the width of the head
capsule (mm) and weight (g) of the larvae in two diets (A and B). One can also determine the
duration of the phases of pre-pupae and pupae (day), weight (g), viability (%) and the
occurrence of deformation (%) in the pupa. After the emergence of adult R. palmarum, sexing
was performed and observed sex ratio, the presence of defective adults (%), weight (g) and
length (mm) of males and females of two artificial diets. After the formation of the couples
were certain periods of pre-oviposition, oviposition and post-oviposition (days), total and
daily fertility, longevity of males and females (days), and duration of the cycle (days). The
absorbance of samples was calculated from adult R. palmarum from the two artificial diets.
The experimental design was completely randomized and all variables of the two artificial
diets were submitted to analysis of variance (ANOVA) and means compared by t-test at 5%
significance level. The diet A promoted a more viable larvae and pupae of R. palmarum. For
diets A and B, the larvae developed in 142 days and 125 days, respectively, between 11 and
13 instars, with no difference between them. The percentage of deformed pupae in the diet B
was higher in relation to diet A. The females of diet A were characterized by had higher
weight and length when compared to diet B. The period oviposition of females from the diet
A was 32.4 days differing significantly from the female of diet B with 23.5 days. The life
cycle (egg to egg) in the diet A was 213.5 days and 194.3 days in the diet B, with no
difference between them. Regarding the lipid content of R. palmarum, the adult male diet B
have the highest mean absorbance, while females diet B showed lower values.
Keywords: Insect. Giant palm weevil. Biology. Metabolism of lipids.
43
3.1 INTRODUÇÃO
Dentre os problemas que causam prejuízos a cultura do coqueiro (Cocos nucifera L.),
a coleobroca Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera: Curculionidae),
popularmente conhecida como broca-do-olho-do-coqueiro, é uma das mais importantes
pragas (ALDANA DE LA TORRE; ALDANA DE LA TORRE; MOYA, 2011).
Esse inseto é responsável por causar danos diretos, decorrentes da alimentação das
larvas, e danos indiretos ocasionados, principalmente, pelos insetos adultos. A atividade das
larvas da broca-do-olho-do-coqueiro é intensa durante a fase produtiva da planta. As larvas
atacam o broto apical (palmito) e permanecem no interior das inúmeras galerias que
constroem no estipe, ocasionando a morte da planta (CYSNE et al., 2013)
No estágio adulto, o macho libera uma substância que atrai ambos os sexos,
geralmente para a fonte de alimento. Uma vez que os insetos se encontram no mesmo
ambiente, ocorre também a cópula. As fêmeas fazem posturas em ferimentos recém-abertos
na planta, reiniciando todo o ciclo de vida de R. palmarum (FERREIRA, 2007/2008). Além
dos prejuízos decorrentes da alimentação, este inseto é o principal transmissor do nematoide
Bursaphelenchus cocophilus (Cobb), agente causal da doença conhecida como “anelvermelho”, que por sua vez é letal para o coqueiro e outras palmeiras, podendo ser detectada
pelo amarelecimento das folhas mais novas (MAGALHÃES; MORAES NETO; MIGUENS,
2008; AMBROGI et al., 2009; MOURA et al., 2013).
Apesar da elevada importância econômica de R. palmarum, estudos relacionados sobre
sua biologia, comportamento e controle merecem um aperfeiçoamento. De modo a contribuir
para o manejo adequado de uma praga, a criação de insetos em laboratório é indispensável,
sendo necessário o conhecimento de uma técnica de criação que permita manter e multiplicar
insetos comparáveis aos da natureza. A observação dos parâmetros biológicos é importante
para avaliar a qualidade dos insetos criados em condições de laboratório, ou seja, é de extrema
importância conhecer a preferência e os hábitos alimentares, assim como as necessidades
nutricionais e suas consequências no desenvolvimento dos insetos.
Segundo Panizzi; Parra (2009), os seres vivos, geralmente, são um reflexo daquilo que
consomem e no caso dos insetos, muitos aspectos da sua biologia, estão inseridos dentro de
um contexto nutricional. Desse modo, para se estabelecer uma criação massal de insetos em
laboratório, é imprescindível a utilização de dietas artificiais adequadas, pois, estas
possibilitam a manutenção contínua de populações de insetos.
44
Conforme Leppla; Ashley (1989), os parâmetros biológicos mais empregados para
determinar a qualidade de uma dieta são: a viabilidade das fases imaturas, as deformações
morfológicas, a razão sexual, a fertilidade, a fecundidade e a longevidade dos insetos.
De acordo com Parra; Panizzi; Haddad (2009), os insetos têm como exigências
nutricionais básicas: aminoácidos, vitaminas e sais minerais (nutrientes essenciais) e
carboidratos, lipídios e esteróis (nutrientes não-essenciais), os quais devem ser
adequadamente balanceados, principalmente na relação proteínas:carboidratos.
Segundo Santana et al. (2014), a gordura dos insetos é normalmente sintetizada a
partir de carboidratos presentes na dieta e, geralmente, armazenada na forma de triglicerídeos.
Dessa forma, torna-se relevante investigar alguns aspectos do acúmulo de reservas energéticas
por insetos visando determinar a qualidade da dieta, à produção em larga escala e a
viabilidade para o desenvolvimento de bioensaios em laboratório.
Na literatura há uma deficiência acerca da absorção de lipídios por adultos de R.
palmarum. Essas informações seriam de grande interesse para o entendimento básico da
biologia desse inseto, visto que, conforme Ziegler; Van Antwerpen (2006), os lipídios são a
principal fonte de energia para o desenvolvimento dos ovos dos insetos. Nas fases que
procedem à incubação, os teores de lipídios aumentam, principalmente durante os estágios
larvais devido ao aumento na absorção dos nutrientes, podendo diminuir durante o período de
pré-pupa (LAUGHLIN, 1956; BABCOCK; RUTSCHKY, 1961).
Dessa maneira, o presente estudo teve como objetivos avaliar a influência de duas
dietas artificiais sobre os aspectos biológicos qualitativos e quantitativos de R. palmarum.
45
3.2 MATERIAL E MÉTODOS
3.2.1 Local e instalações
Os trabalhos foram realizados no Laboratório de Ecologia e Comportamento de
Insetos (LECOM) da Universidade Federal de Alagoas (UFAL) e desenvolvidos sob
condições ambientais à temperatura de 27 ± 2°C, umidade relativa de 70 ± 10% e fotofase de
12 horas.
3.2.2 Preparo das dietas
Fase larval
As larvas foram criadas em dois tipos de dietas artificiais, conforme a Tabela 1. A dieta A
foi adaptada por Negrisoli Junior et al. (2011), modificada de Sánchez et al. (1993). A dieta B
foi uma alteração da dieta adaptada por Negrisoli Junior et al. (2011).
Tabela 1 - Composição das dietas artificiais para criação de Rhynchophorus palmarum em laboratório. Dieta A:
adaptada por Negrisoli Junior et al. (2011), modificada de Sánchez et al. (1993); e dieta B:
modificada de Negrisoli Junior et al. (2011).
Ingredientes
Dieta A
Dieta B (modificada)
Ácido propiônico¹
0,75 mL
0,75 mL
Açúcar refinado
11 g
11 g
Ágar-ágar¹
20 g
20 g
Água destilada
200 mL
200 mL
Aveia em flocos
34 g
-
Gérmen de trigo
-
34 g
Farinha de milho fina (fubá)
65 g
65 g
Fibra de cana-de-açúcar
52 g
52 g
Óleo de coco
45 gotas ou 2,0 mL
45 gotas ou 2,0 mL
,
Solução vitamínica¹ ²
20 mL
¹Ingredientes adicionados aos demais após a dieta esfriar;
²Componentes da solução vitamínica: ácido fólico 0,25 mg, biotina 0,02 mg, inositol 20,0 mg, niacinamida 1,0
mg, pantotenato de cálcio 1,0 mg, piridoxina 0,25 mg, riboflavina 0,5 mg, tiamina 0,25 mg e vitamina B12 0,002
mg. Todos os componentes podem ser facilmente encontrados no mercado nacional sendo que a vitamina B12 é
comercializada na forma líquida e os demais componentes na forma sólida. Para obtenção da solução, todos os
componentes foram misturados em 1,0 L de água destilada e armazenados sob refrigeração.
46
Inicialmente, para o preparo das dietas para as larvas, 52 g de um tolete de cana-deaçúcar, descascado, foi pesado em balança analítica. A fibra da cana-de-açúcar foi obtida
batendo-se o tolete, sem a casca, no liquidificador com 100 mL de água destilada, a qual foi
colocada em uma panela, juntamente com os demais ingredientes (Tabela 1), com exceção do
ágar (que foi dissolvido em 100 mL de água destilada em fogo brando, em torno de 96ºC), da
solução vitamínica e do ácido propiônico. A mistura foi levada ao fogo até a obtenção do
ponto de massa homogênea, quando foi acrescentado o ágar previamente dissolvido, até total
homogeneização. Quando a dieta estava morna (em torno de 45ºC), acrescentou-se a solução
vitamínica e o ácido propiônico, e após o esfriamento, quando adquiriu uma consistência
pastosa, foi colocada em um recipiente com tampa e mantida em geladeira (12ºC) por, no
máximo, uma semana.
Fase adulta
Os adultos foram alimentados com pequenos toletes de cana-de-açúcar tratados com a
dieta líquida, desenvolvida por Negrisoli Junior et al. (2011) (Tabela 2). A dieta foi preparada
a frio misturando-se os ingredientes constantes da Tabela 2 e foi armazenada por alguns dias
em geladeira, para uso posterior. No entanto, como não levou conservantes, o tempo de
armazenamento foi de, no máximo, cinco dias.
Tabela 2 - Composição da dieta líquida para adultos de Rhynchophorus palmarum desenvolvida por Negrisoli
Junior et al. (2011).
Ingredientes
Quantidade
Água destilada
1L
Levedo de cerveja
30 g
Melaço de cana-de-açúcar
10 mL
Solução vitamínica¹
10 mL
¹Componentes da solução vitamínica: ácido fólico 0,25 mg, biotina 0,02 mg, inositol 20,0 mg, niacinamida 1,0
mg, pantotenato de cálcio 1,0 mg, piridoxina 0,25 mg, riboflavina 0,5 mg, tiamina 0,25 mg e vitamina B12 0,002
mg. Todos os componentes podem ser facilmente encontrados no mercado nacional sendo que a vitamina B12 é
comercializada na forma líquida e os demais componentes na forma sólida. Para obtenção da solução, todos os
componentes foram misturados em 1,0 L de água destilada e armazenados sob refrigeração.
47
3.2.3 Criação de Rhynchophorus palmarum em dietas artificiais
Insetos adultos provenientes de plantio comercial de coqueiros da variedade gigante
do município de Feliz Deserto, localizado no litoral Sul do Estado de Alagoas a 10°17’31’’ de
latitude Sul e 36°18’21’’ de longitude Oeste, coletados através de armadilhas tipo “milkan”,
com capacidade de 5 L, contendo seções de colmos de cana-de-açúcar (Saccharum
officinarum L.) medindo cerca de 10 cm de comprimento, juntamente com o feromônio
Rincoforol®, foram levados ao LECOM.
Os insetos coletados foram mantidos em gaiolas de madeira, medindo (30 cm de
comprimento x 30 cm de largura x 30 cm de altura), contendo toletes de cana-de-açúcar
previamente lavados com água corrente, secos em temperatura ambiente (27 ± 2°C) e
cortados longitudinalmente, os quais serviam como substrato alimentar e local de oviposição.
Diariamente, esses toletes foram substituídos para que fosse realizada a coleta dos ovos
depositados dentro do substrato alimentar, com o auxílio de uma faca.
Após a coleta, os ovos foram transferidos, individualmente, para placas de Petri (3 cm
de diâmetro x 1 cm de altura) forradas com papel filtro umedecido com água destilada para
evitar sua desidratação (Figura 3), realizando-se, a partir desse momento, a criação em
laboratório.
Figura 3 - Ovo de Rhynchophorus palmarum coletado do tolete de cana-de-açúcar (A); e ovo individualizado na
placa de Petri forrada com papel filtro umedecido com água destilada (B).
A
B
Foto: Autora (2013).
As larvas recém-eclodidas foram retiradas da placa de Petri, com auxílio de um pincel
nº 000, e individualizadas em recipientes plásticos com capacidade de 100 mL devidamente
tampados e contendo, aproximadamente, 1 g da dieta artificial. Para essa fase, foram
individualizadas 150 larvas para cada tipo de dieta.
48
As dietas foram trocadas a cada dois dias para evitar contaminação. Conforme as
larvas aumentavam de tamanho, a quantidade de dieta oferecida também aumentava (3 g de
dieta artificial), sendo transferidas para recipientes plásticos com capacidade de 500 mL, onde
as larvas permaneceram até o final do seu desenvolvimento.
A partir do 5° ínstar, dois dias após a troca da cápsula cefálica, 30 larvas alimentadas
com as diferentes dietas (A e B) foram pesadas até o final desse estágio.
Nas duas dietas, a medição da cápsula cefálica de 30 larvas foi realizada durante todos
os ínstares com o auxílio de um paquímetro digital.
A partir do 10° ínstar, o substrato alimentar foi modificado. As larvas passaram a se
alimentar de pequenos toletes de cana-de-açúcar, permanecendo nos recipientes plásticos,
com capacidade de 500 mL, juntamente com fibra de coco para auxiliar as larvas na formação
do casulo para posterior pupação (Figura 4).
Os parâmetros biológicos avaliados na fase larval foram: peso das larvas (g), largura
da cápsula cefálica (mm), duração dos ínstares larvais e duração total do período larval (dias),
viabilidade por ínstar e viabilidade total (%).
Figura 4 - Mudança do substrato alimentar de Rhynchophorus palmarum a partir do 10º ínstar: (A) Larva se
alimentando no interior da cana-de-açúcar; (B) Larva habitando o interior do colmo da cana-deaçúcar juntamente com a fibra de coco; e (C) Formação do casulo.
Foto: Autor, 2013.
A
B
C
Foto: Autora (2013).
Assim que constatado o início da fase de pré-pupa, o inseto foi retirado do recipiente
de alimentação e colocado em recipiente plástico, com capacidade de 100 mL, forrado com
papel filtro umedecido com água destilada. Os recipientes foram cobertos com papel alumínio
para simular um ambiente escuro no qual as pupas ficam protegidas dentro do casulo. As
pupas de R. palmarum foram examinadas diariamente para que seu desenvolvimento fosse
acompanhado, observando-se os períodos de pré-pupa e de pupa e a emergência do adulto
(Figura 5).
49
Para a determinação do peso médio na fase de pupa (g), foram pesadas,
individualmente, 30 pupas originárias de cada dieta 48 horas após a transformação,
utilizando-se uma balança analítica.
Foi avaliada a porcentagem de pupas deformadas por ocasião do efeito das dietas. A
viabilidade das pupas (%) foi determinada com base na diferença entre a quantidade de pupas
obtidas e a quantidade de adultos que emergiram.
Figura 5 - Fases de pré-pupa (A), pupas (B e C) e ínicio da fase adulta (D) de Rhynchophorus palmarum. (Temp.
27 ± 2°C, UR 70 ± 10%).
A
B
C
D
Foto: Autora (2013).
Somente na fase adulta foi realizada a sexagem para obtenção da razão sexual da
espécie. O dimorfismo sexual foi determinado através da observação direta ou em
microscópio estereoscópico (no caso de indivíduos de tamanho pequeno) da presença de pelos
no rostro dos indivíduos machos, e da ausência dos pelos no rostro das fêmeas. A razão sexual
foi calculada pela divisão do número de fêmeas pelo total de indivíduos (machos + fêmeas)
(SILVEIRA-NETO et al., 1976). Ainda nessa fase, foi observada porcentagem de insetos
deformados.
Os insetos adultos provenientes das duas dietas artificiais (A e B), 72 horas após a sua
emergência, foram pesados (g) e mensurados (mm), individualmente. Para isso, foram
selecionados 15 insetos machos e 15 fêmeas de cada tratamento, pesados em balança analítica
e mensurados com paquímetro digital.
50
Após a realização da sexagem, 10 casais de insetos originários de cada dieta foram
individualizados em recipientes plásticos com capacidade de 500 mL. Nessa fase foram
observadas as seguintes variáveis: períodos de pré-oviposição, oviposição e pós-oviposição
(dias), fecundidade diária e total, e longevidade das fêmeas e dos machos (dias).
Após a formação dos casais e do período de oviposição, 500 ovos postos por fêmeas
provenientes de cada dieta artificial foram observados diariamente para verificar a duração do
ciclo biológico (ovo a ovo) (dias), o período médio de incubação (dias) e a fertilidade (%),
sendo esta última determinada pelo percentual de eclosão das larvas.
Por se tratar de um inseto que oviposita no interior do substrato alimentar, os toletes de
cana-de-açúcar foram abertos diariamente, com o auxílio de uma faca, para a coleta dos ovos
e, em seguida, substituídos por outros toletes.
Todos os parâmetros biológicos observados nas fases de ovo, larva, pupa e adulto dos
insetos alimentados nas duas dietas artificiais foram submetidos à análise de variância
(ANOVA) e as médias comparadas pelo teste t ao nível de 5% de significância por meio do
programa estatístico Assistat versão 7.7 beta (SILVA; AZEVEDO, 2014).
3.2.4 Teor de lipídios dos adultos de Rhynchophorus palmarum
Após completar o ciclo de vida, oito insetos adultos mortos (machos e fêmeas)
provenientes de cada dieta artificial foram analisados para verificar diferenças no acúmulo de
lipídios.
Na avaliação do teor de lipídios, os adultos foram dissecados e os corpos gordurosos
retirados para análise (Figura 6A). Os tecidos foram homogeneizados em solução tampão
contendo acetato de sódio 10 mM, pH 4,8.
A extração de lipídios em solução foi determinada pelo método de Bligh-Dyer (1959),
o qual utiliza a mistura de três solventes, clorofórmio-metanol-água. Para isso, 1 mL da
amostra foi macerado com clorofórmio (CHCl3) e metanol (MeOH) na proporção 1:2 (1,25
mL:2,5 mL) (Figura 6B), postos em tubos de ensaio e agitados em vórtex, a fim de
homogeneizar a amostra, e colocados na ultrassom, durante dois minutos, para solubilizar o
lipídio no solvente. Em seguida, foi acrescentado 1,25 mL de CHCl3 no tubo de ensaio,
agitados em vórtex e em seguida na ultrassom. Posteriormente, foi adicionado 1,25 mL de
água destilada à amostra, sendo agitada em vórtex.
Os pesos das amostras foram padronizados acrescentando-se AD e colocadas para
centrifugar a 1000 rpm durante cinco minutos à temperatura ambiente (25ºC) para gerar um
51
sistema de duas fases (aquosa superior e inferior orgânico), e logo após recuperando
aproximadamente 90% da fase orgânica com o auxílio da pipeta de Pasteur. Posteriormente,
as amostras permaneceram na câmara de fluxo durante 48 horas para evaporar o solvente
(Figura 6C).
O ensaio com vanilina foi utilizado para medida de lipídios no corpo gorduroso
(WILLIAMS et al., 2011). A solução estoque foi constituída de 170 µL de ácido fosfórico e
830 µL de vanilina, objetivando dar cor às amostras.
Para a quantificação dos lipídios totais, aos tubos com os tecidos homogeneizados
(amostras secas), foi adicionado 100 µL de ácido sulfúrico e, em seguida, colocados em
“banho-maria” à 90ºC por 20 min (Figura 6D). Logo após, as amostras foram resfriadas até
atingir a temperatura ambiente. Posteriormente, foi adicionado 50 µL da solução estoque em
cada amostra e colocadas em microplaca para medir a absorbância em 540 nm (Figuras 6E e
6F).
A absorbância foi medida pelo equipamento Flexstation 3, através do programa
SoftMax Pro, seguindo o protocolo Endpont. O delineamento experimental foi inteiramente
casualizado e os dados submetidos à análise de variância (ANOVA), sendo as médias da
absorbância dos insetos submetidos às dietas A e B comparadas pelo teste t ao nível de 5% de
significância por meio do programa estatístico Assistat versão 7.7 beta (SILVA; AZEVEDO,
2014).
52
Figura 6 - Etapas para a quantificação do teor de lipídios de adultos de Rhynchophorus palmarum: A – inseto
dissecado; B – amostra macerada para homogeneização; C - amostras prontas para evaporação do
solvente; D - tubos de ensaio em “banho-maria”; E – amostras contendo a solução estoque; e F –
amostras colocadas em microplacas para medir a absorbância.
C
A
D
Foto: Autora (2014).
B
E
F
53
3.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.3.1 Caracterização, período de incubação e fertilidade dos ovos de Rhynchophorus
palmarum
Os ovos de R. palmarum apresentam formato oblongo, coloração amarelo-claro
leitosa, com córion transparente e liso (Figura 7).
Figura 7 - Ovos de Rhynchophorus palmarum. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
Foto: Autora (2014).
Após a formação dos casais obtidos das duas dietas artificais foi observado um
período médio de incubação entre 2,4 e 2,6 dias (Tabela 3). Essas médias corroboram com
observações de Prabhu; Patil (2009) em Rhynchophorus ferrugineus (Coleoptera:
Curculionidae) (Olivier, 1790), criados em cana-de-açúcar, com duração média de 2,5 dias.
A fertilidade média dos ovos postos pelas fêmeas da dieta A foi de 87%, e da dieta B
foi de 89,4% (Tabela 3). Esses valores são inferiores aos encontrados por Restrepo; Rivera;
Raigosa (1982) que, ao estudar os aspectos biológicos de R. palmarum em cana-de-açúcar,
constataram uma fertilidade média de 94%; sendo assim, a cana-de-açúcar supriu mais a
necessidade dos insetos para produção dos ovos.
A fertilidade média dos ovos encontrada na dieta A apresenta valor semelhante aos
observados em outros curculionídeos criados em dietas artificiais, como por exemplo, em
Trichobaris trinotata (Say, 1831) (Coleoptera: Curculionidae), constatado por Cuda; Burke
54
(1986); e Homalinotus coriaceus (Gyllenhal, 1836) (Coleoptera: Curculionidae), verificado
por Sarro (2002), ambos com uma média de 87%.
Tabela 3 - Média ± EP1 do período de incubação (dias) e da fertilidade dos ovos (%) de Rhynchophorus
palmarum criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
--------------------Tratamentos---------------Parâmetros biológicos
Dieta A
Dieta B
CV (%)
Período de incubação (dias)
4,30 ± 0,15 a
4,20 ± 0,13 a
10,67
Fertilidade dos ovos (%)
87,00 ± 2,67 a
89,40 ± 1,79 a
8,15
1
Médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao nível de 5% de
significância.
Fonte: Autora (2014).
3.3.2 Caracterização, duração e viabilidade da fase larval de Rhynchophorus palmarum
A viabilidade total das larvas da dieta A foi de 100%, enquanto que na dieta B foi de
56% (Tabela 4). Dessa forma, a dieta A mostrou-se mais apropriada para a fase larval de R.
palmarum, visto que, de acordo com Bavaresco et al. (2004); Parra (2009), uma dieta artificial
é considerada adequada quando apresenta um mínimo de 75% de viabilidade.
A viabilidade por ínstar da dieta A foi de 100% em todos os ínstares. Na dieta B, a
viabilidade manteve-se em 100% do 1º ao 8º ínstar; 80% das larvas que passaram pelo 9º
ínstar foram viáveis; das larvas que passaram para o 10º ínstar, 60% foram viáveis; e das
larvas que passaram do 11º ao 13º ínstar, 56% foram viáveis (Tabela 4). O elevado índice de
mortalidade das larvas da dieta B pode ser justificado pelo fato de que essa dieta não supriu as
necessidades nutricionais das larvas a partir dos 9º ínstar, não proporcionando um bom
desenvolvimento das mesmas.
O número de ínstares de R. palmarum variou entre 11 e 13 nas duas dietas artificiais,
corroborando com os valores relatados por Restrepo; Rivera; Raigosa (1982) ao criar larvas
de R. palmarum em cana-de-açúcar. Na dieta A, 64% das larvas passaram por 11 ínstares,
24% por 12 ínstares e 12% por 13 ínstares. Já na dieta B, 50% das larvas passaram por 11
ínstares, 4% por 12 ínstares e apenas 2% por 13 ínstares (Figura 8).
55
Tabela 4 - Média ± EP1 da viabilidade larval total e por ínstar de Rhynchophorus palmarum criados nas dietas A
e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
---------------------Tratamentos----------------Parâmetros biológicos
Dieta A
Dieta B
CV (%)
Viabilidade larval total (%)
100,00 ± 0,00 a
56,00 ± 3,33 b
9,53
1º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
2º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
3º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
4º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
5º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
6º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
7º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
8º
100,00 ± 0,00 a
100,00 ± 0,00 a
0,00
9º
100,00 ± 0,00 a
80,00 ± 2,81 b
6,98
10º
100,00 ± 0,00 a
60,00 ± 1,72 b
4,81
11º
100,00 ± 0,00 a
56,00 ± 3,33 b
9,54
12º
100,00 ± 0,00 a
56,00 ± 3,33 b
9,54
Viabilidade por ínstar (%)
100,00 ± 0,00 a
56,00 ± 3,33 b
9,54
13º
Médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao nível de 5% de
significância.
Fonte: Autora (2014).
1
Figura 8 - Média ± EP da porcentagem de larvas de Rhynchophorus palmarum que passaram pelo 11º, 12º e 13º
ínstar, criadas nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
100
CV = 17,20%
Larvas (%)1
80
a
60
b
CV = 9,55%
40
a
Dieta A
CV = 8,38%
Dieta B
a
20
b
b
0
11º
1
12º
Ínstar
13º
Médias seguidas pela mesma letra nas colunas agrupadas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao
nível de 5% de significância.
Fonte: Autora (2014).
56
Na criação de R. palmarum, em ambas dietas artificiais, foi possível verificar que
durante os 13 ínstares houve um crescimento notável das larvas, atingindo, aproximadamente,
5,5 cm de comprimento (Figura 9). Conforme Panizzi; Parra (2009), é durante a fase larval
que os insetos tendem a escolher um alimento apropriado para consumi-lo em proporções
balanceadas a fim de utilizá-lo adequadamente para proporcionar um ótimo crescimento e
desenvolvimento, originando um adulto que seja reprodutivamente competitivo.
Figura 9 - Desenvolvimento larval de Rhynchophorus palmarum: A (1º ínstar); B (2º ínstar); C (3º ínstar); D (4º
ínstar); E (5º ínstar); F (6º ínstar); G (7º ínstar); H (8º ínstar); I (9º ínstar); J (10º ínstar); K (11º
ínstar); L (12º ínstar) e M (13º ínstar). (Temp. 27±2°C, UR 70±10% e fotofase de 12 h).
B
A
C
D
E
F
G
H
I
J
L
M
K
Foto: Autora (2013).
Não houve diferença estatística na duração média total do período larval de R.
palmarum, que foi de 142,8 dias para a dieta A e de 125,4 dias para a dieta B (Tabela 5),
sendo esses valores superiores aos encontrados por diversos autores. Hagley (1965) observou
que as larvas de R. palmarum tiveram uma duração de 52 dias, quando criadas no estipe do
coqueiro. Por outro lado, de acordo com Restrepo, Rivera e Raigosa (1982), as larvas criadas
em cana-de-açúcar duraram 120 dias; e conforme Zagatti et al. (1993), 83 dias. Prabhu; Patil
(2009) verificaram que o período médio larval de R. ferrugineus criadas com cana-de-açúcar
57
foi de 55,69 dias; enquanto Martín; Cabello (2006) constataram uma duração média de 95,33
dias quando as larvas foram criadas em dieta artificial.
Tabela 5 - Média ± EP1 da duração da fase larval e dos ínstares (dias) de Rhynchophorus palmarum criadas nas
dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
---------------------Tratamentos----------------Parâmetros biológicos
Dieta A
Dieta B
CV (%)
Duração da fase larval (dias)
142,80 ± 2,51 a
125,40 ± 10,40 a
17,83
1º
4,80 ± 0,33 a
4,80 ± 0,33 a
21,52
2º
4,20 ± 0,39 a
3,40 ± 0,45 a
35,09
3º
3,80 ± 0,25 a
3,20 ± 0,49 a
35,12
4º
4,80 ± 0,25 a
4,40 ± 0,64 a
33,99
5º
5,60 ± 0,16 a
5,80 ± 1,04 a
41,35
6º
7,20 ± 0,13 a
8,60 ± 0,98 a
27,99
7º
10,80 ± 0,57 a
12,20 ± 0,95 a
21,61
8º
13,60 ± 0,58 a
15,40 ± 1,28 a
21,61
9º
14,80 ±1,06 a
14,60 ± 1,36 a
26,25
10º
20,00 ± 1,38 a
18,00 ± 1,05 a
20,46
11º
14,20 ± 1,48 a
17,20 ± 0,74 a
23,60
12º
21,00 ± 2,07 b
36,00 ± 1,00 a
18,01
13º
18,00 ± 1,41 b
48,00 ± 2,00 a
16,60
Duração dos ínstares larvais (dias)
1
Médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao nível de 5% de
significância.
Fonte: Autora (2014).
De acordo com Parra (2009), as propriedades físicas da dieta, como dureza, textura,
homogeneização e conteúdo de água podem ter papel importante para o inseto. Pode-se
conseguir modificação física da dieta adicionando-se celulose, a qual não é digerida pelos
insetos. Ela funciona como um estímulo para o inseto, fazendo com que seja ingerida maior
quantidade de alimento. Ainda de acordo com o mesmo autor, muitos insetos apresentam
alimentação e crescimento melhorados ao adicionar celulose às suas dietas. Dessa forma, a
58
função da celulose é alterar a textura da dieta, facilitando a passagem do alimento para o tato
digestivo.
Observando-se a duração de cada ínstar larval, das duas dietas artificiais, foi possível
constatar que, apesar das larvas da dieta B serem mais desenvolvidas, estas não diferiram da
dieta A em relação à duração dos 11 primeiros ínstares larvais. Ocorreu diferença estatística
entre a duração dos ínstares larvais de R. palmarum, criadas nas duas dietas, apenas no 12º e
13º ínstar. Também foi possível perceber que as larvas da dieta B que passaram por 12 e 13
ínstares se desenvolveram mais lentamente nesses períodos (Tabela 5).
O desenvolvimento larval de alguns insetos em dietas sem ácido nucleico ocorre de
maneira muito lenta. Porém, se for adicionado RNA (ou adenina) à dieta, o seu
desenvolvimento se dará mais rapidamente (PARRA, 2009).
A cada mudança de ínstar larval de R. palmarum, a largura das cápsulas cefálicas
foram medidas e pode-se observar que as cápsulas cefálicas das larvas criadas na dieta B
apresentaram maior desenvolvimento do que as das larvas da dieta A, diferindo
significativamente na maioria dos ínstares. Somente no 12º ínstar houve um acréscimo no
tamanho das cápsulas cefálicas das larvas da dieta A, diferindo, assim, da dieta B. Não houve
diferença estatística entre os tratamentos em relação à largura da cápsula cefálica apenas no
3º, 11º e 13º ínstar (Tabela 6).
As larvas foram pesadas do 5º até o 13º ínstar e foi observado que as larvas da dieta B
se desenvolveram mais rapidamente, obtendo pesos superiores em todos os ínstares e
diferindo estatisticamente das médias observadas nas larvas criadas na dieta A (Tabela 7).
Segundo Parra; Haddad (1989), durante um estágio de desenvolvimento o peso
aumenta constantemente e, então, decresce rapidamente no período de ecdise devido à perda
de água e da cutícula, ocorrendo, após a ecdise, um aumento rápido de peso em relação ao
nível anterior.
59
Tabela 6 - Média ± EP1 da largura da cápsula cefálica (mm) dos diferentes ínstares de Rhynchophorus palmarum
criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
-----------Largura da cápsula cefálica (mm)--------Ínstares
1
1º
Dieta A
0,86 ± 0,01 b
Dieta B
1,01 ± 0,01 a
CV (%)
5,19
2º
1,13 ± 0,01 b
1,26 ± 0,01 a
6,79
3º
1,50 ± 0,02 a
1,64 ± 0,02 a
9,92
4º
1,80 ± 0,01 b
2,04 ± 0,02 a
8,49
5º
2,19 ± 0,02 b
2,54 ± 0,03 a
9,67
6º
2,63 ± 0,02 b
3,22 ± 0,02 a
5,30
7º
2,98 ± 0,02 b
3,69 ± 0,01 a
3,95
8º
3,72 ± 0,02 b
4,54 ± 0,03 a
5,08
9º
4,62 ± 0,02 b
5,27 ± 0,02 a
2,71
10º
5,60 ± 0,03 b
6,56 ± 0,04 a
4,55
11º
7,09 ± 0,04 a
7,28 ± 0,02 a
3,72
12º
8,53 ± 0,07 a
8,37 ± 0,02 b
1,55
13º
9,23 ± 0,03 a
9,11 ± 0,01 a
1,55
Médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao nível de
5% de significância.
Fonte: Autora (2014).
60
Tabela 7 - Média ± EP1 do peso (g) dos diferentes ínstares larvais de Rhynchophorus palmarum criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
--------------------------------------------------------------------------------Peso larval por ínstar (g)----------------------------------------------------------------------------------------------Tratamentos
5º
Dieta A
0,100 ± 0,004 b
Dieta B
0,235 ± 0,010 a
6º
7º
8º
9º
10º
11º
0,185 ± 0,003 b 0,290 ± 0,004 b 0,570 ± 0,019 b
1,284 ± 0,035 b
2,231 ± 0,070 b
3,463 ± 0,092 b 6,322 ± 0,135 b
7,414 ± 0,098 b
0,584 ± 0,035 a 1,370 ± 0,092 a 2,181 ± 0,090 a
3,354 ± 0,131 a
4,828 ± 0,137 a
6,301 ± 0,154 a 7,595 ± 0,033 a
8,254 ± 0,048 a
14,71
20,25
24,89
15,00
13,01
9,75
CV (%)
1
Médias seguidas pela mesma letra nas colunas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao nível de 5% de significância.
Fonte: Autora (2014).
8,23
12º
4,47
13º
3,12
61
3.3.3 Caracterização, duração e viabilidade das fases de pré-pupa e pupa de Rhynchophorus
palmarum
A fase de pré-pupa teve início quando a larva parava de se alimentar e apresentava
movimentos bruscos quando tocada (Figura 10). As larvas permaneciam nessa fase por 4,3
dias na dieta A e por 4,2 dias na dieta B, não ocorrendo diferença significativa (Tabela 8).
Períodos próximos verificados na duração da fase de pré-pupa foram encontrados por Sarro
(2002) ao utilizar dietas artificiais na criação de H. coriaceus e constatar duração de 4,89 a
6,87 dias. Prabhu; Patil (2009) verificaram que a duração média do período de pré-pupa de R.
ferrugineus, criadas com cana-de-açúcar, foi de 7,4 dias.
Figura 10 - Fase de pré-pupa de Rhynchophorus palmarum. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
Foto: Autora (2013).
Tabela 8 - Média ± EP1 da duração das fases de pré-pupa e pupa (dias), da viabilidade e deformações (%), e do
peso (g) das pupas de Rhynchophorus palmarum criadas nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ±
10% e fotofase de 12 h2).
---------------------Tratamentos----------------Parâmetros biológicos
Dieta A
Dieta B
CV (%)
Duração da fase de pré-pupa (dias)
4,3 ± 0,15 a
4,2 ± 0,13 a
10,67
Duração da fase de pupa (dias)
11,90 ± 0,23 a
12,00 ± 0,30 a
7,08
Viabilidade das pupas (%)
74,00 ± 3,36 a
40,03 ± 2,00 b
15,36
Deformações das pupas (%)
7,34 ± 0,67 b
22,11± 2,51 a
39,51
2,56 ± 0,09 a
2,36 ± 0,07 a
14,77
Peso das pupas (g)
Médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao nível de 5% de
significância.
2
Exceto para a fase de pré-pupa.
Fonte: Autora (2014).
1
62
A pupa de R. palmarum se apresenta de coloração branco-amarelada, a qual escurece
conforme se aproxima o período de emergência do adulto (Figura 11), permanecendo nessa
fase durante 11,9 dias na dieta A e 12,0 dias na dieta B, não ocorrendo diferença significativa
(Tabela 8). Esses resultados são bem inferiores aos encontrados por Restrepo; Rivera; Raigosa
(1982); Zagatti et al. (1993) ao criar R. palmarum em cana-de-açúcar, observando duração do
período pupal de 28 e 30 dias, respectivamente. Martín; Cabello (2006) também observaram
valores superiores na duração do período de pupa de R. ferrugineus criados em dieta artificial,
com uma média de 27,83 dias. Segundo Auad (2003), menor duração do estágio pupal é
importante por fornecer adultos em menos tempo e aumentar a densidade populacional dos
insetos em laboratório.
Figura 11 - Alterações na coloração da pupa de Rhynchophorus palmarum durante o seu desenvolvimento.
(Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
Foto: Autora (2013).
A viabilidade das pupas foi de 74% para a dieta A e de 40,26% para a dieta B,
diferindo significativamente entre si (Tabela 8). Houve uma elevada taxa de mortalidade das
pupas da dieta B, possivelmente devido à carência de algum nutriente fundamental para o seu
desenvolvimento que estava presente apenas na dieta A. Conforme Michaud (2005), um
balanço nutricional inadequado nas dietas artificiais pode estar associado a um nutriente que
torna limitado o desenvolvimento dos estágios finais dos insetos.
A porcentagem de pupas deformadas verificadas na dieta A foi de 7,34%, diferindo
estatiscamente da dieta B com média igual a 22,11% (Tabela 8).
63
As pupas que, na fase larval se alimentaram das diferentes dietas, foram pesadas,
porém não se constataram diferenças estatísticas entre as médias de 2,56 g para a dieta A e de
2,36 g para a dieta B (Tabela 8). Esses resultados indicam que não há problemas com
preferência alimentar ou resistência do tipo antibiose, pois de acordo com Santos; Meneguim;
Neves (2005), o menor peso da pupa indicaria a não preferência alimentar ou ainda,
resistência do tipo antibiose.
3.3.4 Parâmetros biológicos da fase adulta de Rhynchophorus palmarum
Após a emergência dos adultos de R. palmarum, pôde-se determinar a porcentagem de
insetos deformados, sendo constatado 5,13% para a dieta A e 2,50% para a dieta B (Tabela 9).
Esses insetos apresentaram deformações nas asas e/ou a fêmea tornou-se defeituosa por
apresentar o ovipositor exposto (Figura 12). De acordo com Parra (2009), os insetos utilizam
lipídios e podem sintetizá-los a partir de proteínas e carboidratos presentes nas dietas
artificiais. Entretanto, alguns ácidos graxos não são sintetizados pelos insetos, como os ácidos
linoléico e linonênico. O ácido linonênico está relacionado à formação de fosfatídeos lipídicos
e, quando ausente, pode afetar a ecdise, a formação das asas e a emergência de alguns insetos.
O peso dos adultos foi outro parâmetro estudado para avaliação das diferenças que
pudessem ocorrer devido aos diferentes tipos de alimentação empregados na criação das
larvas. Assim, para os insetos alimentados com as dietas A e B, observou-se que o peso dos
machos adultos não apresentou diferença significativa entre as dietas. As fêmeas adultas da
dieta B apresentaram uma média de 1,00 g, diferindo estatisticamente das fêmeas da dieta A,
com 1,31 g (Tabela 9).
Os machos adultos das dietas artificiais A e B apresentaram 34,88 e 33,03 mm de
comprimento, respectivamente, não diferindo entre si. As fêmeas da dieta B mediram 31,31
mm de comprimento, apresentando, assim, diferenças estatísticas em relação aos insetos da
dieta A, com 34,82 mm (Tabela 9).
64
Tabela 9 - Parâmetros biológicos ± EP1 de Rhynchophorus palmarum criados nas dietas A e B. (Temp. 27 ± 2°C,
UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
---------------------Tratamentos----------------Parâmetros biológicos
Dieta A
Dieta B
CV (%)
Deformações dos adultos (%)
5,13 ± 1,82 a
2,50 ± 2,50 a
11,58
Peso dos machos (g)
1,13 ± 0,05 a
1,14 ± 0,05 a
13,66
Peso das fêmeas (g)
1,31 ± 0,10 a
1,00 ± 0,01 b
20,32
Comprimento dos machos (mm)
34,88 ± 0,78 a
33,03 ± 0,51 a
6,15
Comprimento das fêmeas (mm)
34,82 ± 0,66 a
31,31 ± 0,33 b
4,95
Longevidade dos machos (dias)
48,40 ± 6,12 a
49,00 ± 5,07 a
36,51
Longevidade das fêmeas (dias)
44,60 ± 5,34 a
37,50 ± 6,10 a
44,16
Período de pré-oviposição (dias)
14,90 ± 0,62 a
13,90 ± 0,38 a
11,32
Período de oviposição (dias)
Período de pós-oviposição (dias)
32,40 ± 1,18 a
23,50 ± 2,48 b
22,01
10,20 ± 1,09 a
13,40 ± 1,13 a
29,76
Fecundidade total
213,70 ± 27,92 a
182,40 ± 25,37 a
42,59
Fecundidade diária
7,18 ± 0,85 a
7,95 ± 1,23 a
44,22
Razão sexual
0,65 ± 0,02 a
0,68 ± 0,05a
16,81
213,50 ± 10,88 a
194,30 ± 8,52 a
15,16
Duração do ciclo biológico (dias)
Médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao nível de 5%
de significância.
Fonte: Autora (2014).
1
Figura 12 - Adultos de Rhynchophorus palmarum com deformações nas asas (A e B) e fêmea com o ovipositor
exposto (C). (Temp. 27 ± 2°C, UR 70 ± 10% e fotofase de 12 h).
A
B
C
Foto: Autora (2013).
A longevidade das fêmeas foi de 44,6 dias para a dieta A e de 37,5 dias para a dieta B,
enquanto os machos viveram em média 48,4 e 49 dias, nas dietas A e B, respectivamente, não
apresentando diferenças significativas (Tabela 9). Corroborando com os resultados
encontrados nesse estudo, Kaakeh (2005), criando R. ferrugineus em dieta artificial a base de
aveia, observou que a longevidade média dos machos foi de 49,2 dias e das fêmeas de 44,7
dias. Em contrapartida, esses valores foram inferiores aos encontrados por Prabhu; Patil
65
(2009) em R. ferrugineus criados em cana-de-açúcar, os quais obtiveram a longevidade média
dos machos de 70,6 dias e das fêmeas de 68,7 dias.
Do momento da formação dos casais até a morte das fêmeas foi possível observar que
o período de pré-oviposição foi de 14,9 dias para a dieta A e 13,9 dias para a dieta B. O
período de oviposição foi mais curto para as fêmeas da dieta B, durando 23,5 dias e diferindo
estatisticamente da dieta A, com 32,4 dias. O período de pós-oviposição não diferiu
estatisticamente entre as dietas durando em média 10,2 dias na dieta A e 13,4 dias na dieta B
(Tabela 9).
Durante todo o seu ciclo, as fêmeas colocaram, aproximadamente, 213 ovos na dieta A
e 182 ovos na dieta B, colocando em média 7,18 e 7,95 ovos/fêmea/dia, respectivamente. A
razão sexual foi de 0,65 e 0,68 para as dietas A e B, respectivamente (Tabela 9). Kaakeh
(2005), criando R. ferrugineus em cana-de-açúcar, palmito e em dieta a base de aveia,
verificou que as fêmeas colocaram de 135 a 185 ovos durante todo o seu ciclo, colocando em
média 1,65 a 3,0 ovos/fêmea/dia, apresentando resultados bem inferiores aos encontrados
nessa pesquisa.
Santos; Meneguim; Neves (2005) relatam que alguns parâmetros reprodutivos, como a
produção de ovos, podem ser influenciados por diferenças físicas ou químicas do alimento ou
pela quantidade ingerida na fase larval.
Sabendo-se que os nutrientes podem ser armazenados em grandes quantidades nos
corpos gordurosos das larvas e adultos, e que para se obter longevidade e fecundidade ótimas,
as fêmeas adultas requerem sais variados, lipídios e vitaminas em adição a aminoácidos ou
proteínas (PARRA, 2009), possivelmente, as necessidades nutricionais das fêmeas adultas da
dieta A foram supridas devido a presença da solução vitamínica e do maior teor de
carboidratos e proteínas presentes nos ingredientes dessa dieta para a fase larval.
A duração do ciclo biológico de R. palmarum (ovo a ovo) foi de, aproximadamente,
213 dias na dieta A e de 194 dias na dieta B (Tabela 9), não diferindo estatisticamente entre
si. Em estudos realizados por Sánchez et al. (1993), em cana-de-açúcar, a duração do ciclo
biológico de R. palmarum foi de 231 dias.
Nava; Parra (2005) afirmam que quando se comparam dietas, aquela que proporciona
menor duração do ciclo é considerada a melhor para o desenvolvimento biológico dos
indivíduos em estudo, já que, os alimentos mais adequados propiciam, normalmente, menor
duração das fases de desenvolvimento e maior sobrevivência.
66
3.3.5 Determinação do teor de lipídios em Rhynchophorus palmarum
As dietas artificiais utilizadas foram capazes de suprir as necessidades fisiológicas dos
adultos de R. palmarum. Foi possível observar que os machos adultos de R. palmarum
provenientes da dieta B apresentaram maiores médias de absorbância, diferindo
estatisticamente dos machos da dieta A. Em relação as fêmeas adultas de R. palmarum, os
insetos originários da dieta A, apresentaram maiores médias de absorbância quando
comparados aos insetos da dieta B, ocorrendo diferenças estatísticas entre si (Figura 13).
Do ponto de vista nutricional, para inúmeras espécies, os lipídios são mais importantes
para as formas jovens do que para os insetos adultos (DADD, 1985), sendo possível sintetizálos a partir de proteínas e carboidratos presentes nas dietas artificiais (PANIZZI; PARRA,
2009).
Figura 13 - Média da absorbância ± EP das amostras dos adultos de Rhynchophorus palmarum provenientes das
dietas artificiais (A e B) em comprimento de onda de 540 nm.
2,5
Absorbância1
2
CV = 0,16%
a
1,5
CV = 2,71%
b
1
a
Dieta A
b
Dieta B
0,5
0
Machos
Fêmeas
Adultos de Rhynchophorus palmarum
1
Médias seguidas pela mesma letra nas colunas agrupadas não diferem estatisticamente entre si pelo teste t ao
nível de 5% de significância.
Fonte: Autora (2014).
.
O corpo gorduroso dos insetos desempenha um importante papel na síntese de
proteínas e armazenamento de lipídios (PONTES et al., 2008), sendo o triglicerídeo o
principal componente lipídico que, por sua vez, na maioria dos insetos, compreende mais de
90% da gordura corporal. Esses depósitos de lipídios são derivados dos lipídios da dieta que
são absorvidos e transportados para o corpo gorduroso dos insetos (BEENAKKERS; VAN
DER HORST; VAN MARREWIJK, 1985).
67
Segundo Santana et al. (2014), larvas de R. palmarum submetidas à dieta artificial
apresentaram maiores teores de lipídios quando comparadas às larvas alimentadas com o
mesocarpo de coco.
De acordo com Beenakkers; Van Der Horst; Van Marrewijk (1985), as fêmeas dos
insetos contêm mais lipídios que os machos, sendo essa reserva lipídica responsável pela
produção de ovos; no entanto, o inverso também pode ocorrer, como constatado no presente
estudo. Ainda segundo esses autores, a quantidade de lipídios nos insetos varia
consideravelmente e é influenciada por vários fatores, dentre eles, estágio de
desenvolvimento, estado nutricional, sexo, temperatura, diapausa e voo.
Conforme Hahn; Denlinger (2007); Mirth; Riddiford (2007), o nível de nutrientes
armazenados é de grande importância, principalmente no ciclo de vida dos insetos
holometabólicos, pois as reservas energéticas acumuladas, além de serem utilizadas nos
processos de metamorfose, irão promover a reserva de nutrientes para o inseto adulto.
Segundo Ziegler; Van Antwerpen (2006), as reservas energéticas armazenadas também
interferem no desenvolvimento do ovo e em períodos prolongados de voo.
68
3.4 CONCLUSÕES
É possível e viável criar a broca-do-olho-do-coqueiro R. palmarum em condições de
laboratório;
Levando em consideração a viabilidade das fases de larva e pupa, a dieta A é a mais
adequada para a criação de R. palmarum em laboratório;
As larvas de R. palmarum, nas duas dietas artificiais, se desenvolvem entre 11 e 13
ínstares;
O período de oviposição das fêmeas provenientes da dieta A é de 32,4 dias;
O ciclo biológico de R. palmarum, criados em laboratório com dietas artificiais, é de
aproximadamente sete meses;
Em relação ao teor de lipídios, os machos adultos de R. palmarum da dieta B e as
fêmeas adultas da dieta A apresentam maiores médias de absorbância.
69
REFERÊNCIAS
Aldana de la Torre, R.C.; Aldana de la Torre, J.A.; Moya, O.M. Manejo del picudo
Rhynchophorus palmarum L. (Coleoptera: Curculionidae). Bogotá: Línea Agrícola, 2011.
49p.
Ambrogi, B.G. et al. Feromônios de agregação em curculionidae (Insecta: Coleoptera) e sua
implicação taxonômica. Química Nova, v.32, n.8, p.2151-2158, 2009.
Auad, A.M. Aspectos biológicos dos estágios imaturos de Pseudodorus clavatus (Fabricius)
(Diptera: Syrphidae) alimentados com Schizaphis graminum (Rondani) (Hemiptera:
Aphididae) em diferentes temperaturas. Neotropical Entomology, v.32, n.3, p.475-480,
2003.
Babcock, K.L.; Rutschky, C.W. Lipids in insect eggs. A review with new evidence for the
milkweed bug, Oncopeltus fasciatus. Annals of the Entomological Society of America,
v.54, n.2, p.156-164, 1961.
Bavaresco, A. et al. Adequação de uma dieta artificial para a criação de Spodoptera
cosmioides (walk.) (Lepidoptera: Noctuidae) em laboratório. Neotropical Entomology, v.33,
n.2, p.155-161, 2004.
Beenakkers, A.M.T.; Van Der Horst, D.J.; Van Marrewijk, W.J.A. Insect lipids and
lipoproteins, and their role in physiological processes. Progress in Lipid Research, v.24,
p.19-67, 1985.
Bligh, E.G., Dyer, W.J., 1959. A rapid method of total lipid extraction and purification.
Canadian Journal of Biochemistry and Physiology, v.37, p.911-917, 1959.
Cuda, J.P.; Burke, H.R. Reproduction and development of the Potato Stalk Borer,
(Coleoptera: Curculionidae) with notes on field biology. Journal of Economic Entomology,
v.79, n.6, p.1549-54, 1986.
Cysne, A.Q. et al. Manejo de Rhynchophorus palmarum em campo de produção de sementes
de palma de óleo. Documentos – EMBRAPA, Manaus, AM, Novembro, 2013. n.107.
Dadd, R.H. Nutrition: Organisms. In. Kerkut, G.A.; Gilbert, L.I. (Eds.). Comprehensive
insect physiology biochemistry and pharmacology. Pergamon Press, 1985, v.4, p.313-390.
70
Ferreira, J.M.S. Manejo integrado de pragas do coqueiro. Ciência Agrícola, v.8, n.1, p.21-29,
2007/2008.
Hagley, E.A.C. On the life history and habitats of the palm weevil Rhynchophorus palmarum
(L.). Annals of the Entomological Society of America, v.58, p.22-28, 1965.
Hahn, D.A.; Denlinger, D.L. Meeting the energetic demands of insect diapause: nutrient
storage and utilization. Journal Insect Physiology, v.53, n.8, p.760-773, 2007.
Kaakeh, W. Longevity, fecundity, and fertility of the red palm weevil, Rynchophorus
ferrugineus Olivier (Coleoptera: Curculionidae) on natural and artificial diets. Emirates
Journal of Agricultural Sciences, v.17, n.1, p.23-33, 2005.
Laughlin, R. Storage and utilization of reserves by the garden chafer, Phyllopertha horticola
L. The Journal of Experimental Biology, v.33, p.566-575, 1956.
Leppla, N.C.; Ashley, T.R. Quality control in insect mass production: a review and model.
Bulletin of the Entomological Society of America, v.35, n.4, p.33-44, 1989.
Magalhães, J.A.S.; Moraes Neto, A.H.A.; Miguens, F.C. Nematodes of Rhynchophorus
palmarum L. (Coleoptera: Curculionidae), vector of the Red Ring disease in coconut
plantations from the north of the Rio de Janeiro State. Parasitology Research, v.102, n.6,
p.1281-1287, 2008.
Martín, M.M.; Cabello, T. Manejo de la cria del picudo rojo de la palmera, Rhynchophorus
ferrugineus (Olivier, 1790) (Coleoptera, Dryophthridae), em dieta artificial y efectos em su
biometria y biologia. Boletín de Sanidad Vegetal. Plagas, v.32, p.631-641, 2006.
Michaud, J.P. On the assessment of prey suitability in aphidophagous Cocinellidae.
European Journal of Entomology, v.102, p.385-390, 2005.
Mirth, C.K.; Riddiford, L.M. Size assessment and growth control: how adult size is
determined in insects. BioEssays, v.29, n.4, p.344–55, 2007.
Moura, J.I.L. et al. Preferência do bicudo-das-palmeiras por dendezeiro, caiaué e por seu
híbrido interespecífico. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v.48, n.4, p.454-456, 2013.
71
Nava, D.E.; Parra, J.R.P. Biologia de Stenoma cantenifer Walsingham (Lepidoptera:
Elachistidae) em dieta natural e artificial e estabelecimento de um sistema de criação.
Neotropical Entomology, v.34, n.5, p.751-759, 2005.
Negrisoli Junior, A.S. et al. Criação em laboratório da broca-do-olho-do-coqueiro
Rhynchophorus palmarum L. (Coleoptera: Curculionidae) visando pesquisas para o controle
das suas larvas. Comunicado Técnico – EMBRAPA, Aracaju, SE, dezembro, 2011. n.116.
Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. Introdução à bioecologia e nutrição de insetos como base para o
manejo integrado de pragas. In: Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. (Eds.). Bioecologia e nutrição de
insetos – base para o manejo integrado de pragas. Brasília: Embrapa, 2009, p.21-36.
Parra, J.R.P.; Haddad, M.L. Determinação do número de ínstares de insetos. São Paulo:
FEALQ, 1989, 49p.
Parra, J.R.P. A evolução das dietas artificiais e suas interações em ciência e tecnologia. In:
Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. (Eds.). Bioecologia e nutrição de insetos – base para o manejo
integrado de pragas. Brasília: Embrapa, 2009, p.91-174.
Parra, J.R.P.; Panizzi, A.R.; Haddad, M.L. Índices nutricionais para medir consumo e
utilização de alimentos por insetos. In: Panizzi, A.R.; Parra, J.R.P. (Eds.). Bioecologia e
nutrição de insetos – base para o manejo integrado de pragas. Brasília: Embrapa, 2009, p.3790.
Pontes, E.G. et al. Dynamics of lipid accumulation by the fat body of Rhodnius prolixus: The
involvement of lipophorin binding sites. Journal of Insect Physiology, v.54, p.790-797,
2008.
Prabhu, S.T.; Patil, R.S. Studies on the biological aspects of red palm weevil, Rhynchophorus
ferrugineus (Oliv.). Karnataka Journal of Agricultural Sciences, v.22, p.732-733, 2009.
Restrepo, L.G.; Rivera, F.; Raigosa, J. Ciclo de vida, hábitos y morfometría de Metamasius
hemipterus Oliver. y Rhynchophorus palmarum L. (Coleoptera: Curculionidae) en caña de
azúcar (Sacharum oficinarum L.). Acta Agronómica, v.32, p.33-44, 1982.
Sánchez, P.A. et al. Biology and behaviour of Rhynchophorus palmarum. Boletín de
Entomología Venezolana, v.8, p.83–93, 1993.
72
Santana, C.C. et al. Avaliação do desenvolvimento e reservas energéticas de larvas de
Rhynchophorus palmarum (Coleoptera: Curculionidae) em diferentes dietas. Revista
Brasileira de Ciências Agrárias, v.9, n.2, p.205-209, 2014.
Santos, K.B.; Meneguim, A.M.; Neves, P.M.O.J. Biologia de Spodoptera eridania (Cramer)
(Lepidoptera: Noctuidae) em diferentes hospedeiros. Neotropical Entomology, v.34, n.6,
p.903-910, 2005.
Sarro, F.B. Biologia da broca do pedúnculo floral do coqueiro Homalinotus coriaceus
(Gyllenhal, 1836) (Coleoptera: Curculionidae) em três dietas. 2002. 70f. Dissertação
(Mestrado em Agronomia), Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”,
Botucatu, SP, 2002.
Silva, F.A.S.; Azevedo, C.A.V.A. Assistat. Assistência estatística. Versão 7.7 beta, 2014.
Silveira-Neto, S. et al. Manual de ecologia dos insetos. Piracicaba: Agronômica Ceres, 1976.
419p.
Williams, C.M. et al. Triacylglyceride measurements in small quantities of homogenised
insect tissue: comparison and caveats. Journal of Insect Physiology, v.57, n.12, p.16021613, 2011.
Zagatti, P. et al. Continuous rearing of the palm weevil Rhynchophorus palmarum in the
laboratory. Oleagineux, v.48, n.5, p.213-217, 1993.
Ziegler, R.; Van Antwerpen, R. Lipid uptake by insect oocytes. Insect Biochemistry and
Molecular Biology, v.36, n.4, p.264-272, 2006.
73
4
SUSCEPTIBILIDADE DE Rhynchophorus palmarum (LINNAEUS, 1758)
(COLEOPTERA: CURCULIONIDAE) A FUNGOS ENTOMOPATOGÊNICOS
RESUMO
O presente trabalho teve como objetivo avaliar o efeito de diferentes concentrações dos
isolados IBCB 66, CPATC 032 e CPATC 057 de Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin,
do isolado T9 de Trichoderma harzianum Rifai e do produto comercial Boveril® sobre adultos
de Rhynchophorus palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera: Curculionidae). O delineamento
experimental foi inteiramente casualizado em esquema fatorial (5x3) + testemunha, composto
por cinco tratamentos (isolados IBCB 66, CPATC 032, CPATC 057 e T9, e pelo produto
comercial Boveril®) e três concentrações de cada fungo (107, 108 e 109 conídios.mL-1). Seções
de colmos de cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.) foram submersos nas suspensões
padronizadas dos fungos por um período de 30 minutos. Os adultos de R. palmarum foram
colocados em recipientes plásticos contendo os colmos de cana-de-açúcar, previamente
tratados pelo fungo, onde permaneceram em contato com o inóculo durante três horas. Os
tratamentos foram constituídos por cinco repetições compostas por cinco insetos cada,
totalizando 25 insetos/tratamento, mais 25 insetos utilizados na testemunha. Os dados obtidos
de mortalidade confirmada foram submetidos à análise da variância (ANOVA), utilizando o
Proc ANOVA do SAS, e as médias comparadas pelo teste de Tukey, ao nível de 5% de
probabilidade. Para determinar a porcentagem de sobrevivência, os dados de mortalidade
confirmada foram submetidos ao teste de Log-Rank, através do método Kaplan-Meyer.
Posteriormente os valores da CL50 e TL50 foram estimados submetendo os dados de
mortalidade confirmada à análise de Probit. O produto comercial Boveril® e os isolados IBCB
66, CPATC 032 e CPATC 057 causaram a mortalidade confirmada de 40, 36, 64 e 52% dos
adultos de R. palmarum, respectivamente, para a concentração 109 conídios.mL-1, não
diferindo da concentração 108 conídios.mL-1, onde o isolado CPATC 032 ocasionou
mortalidade de 52% dos insetos, que por sua vez não diferiu do isolado CPATC 057, o qual
apresentou 44% de mortalidade confirmada dos adultos. Em relação à sobrevivência média de
R. palmarum, na concentração 107 conídios.mL-1, foi possível verificar que houve diferença
significativa entre o isolado CPATC 032 (12,25 dias) e o isolado T9, o produto Boveril® e a
testemunha, com médias entre 14 e 19 dias. Na concentração 108 conídios.mL-1, para o
isolado CPATC 032, os insetos apresentaram sobrevivência de aproximadamente 11 dias, não
diferindo do produto Boveril®, com sobrevivência aproximada de 13 dias. Na concentração
109 conídios.mL-1, a sobrevivência média para o produto Boveril® e os isolados IBCB 66,
CPATC 032 e CPATC 057 foi de 12 a 15 dias, não diferindo entre si. O isolado CPATC 032
apresentou maior virulência e menor CL50, estimando-a em 1,11x109 conídios.mL-1; enquanto
o TL50 para as concentrações 108 e 109 conídios.mL-1 foi de 17,61 dias e 17,25 dias,
respectivamente.
Palavras-chave: Cocos
Trichoderma harzianum.
nucifera.
Broca-do-olho-do-coqueiro.
Beauveria
bassiana.
74
SUSCEPTIBILITY
OF
Rhynchophorus
palmarum
(LINNAEUS,
(COLEOPTERA: CURCULIONIDAE) THE ENTOMOPATHOGENIC FUNGI
1758)
ABSTRACT
This study aimed to evaluate the effect of different concentrations of isolated IBCB 66,
CPATC 032 and CPATC 057 of Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin, isolated T9 of
Trichoderma harzianum Rifai and commercial product Boveril® on adult Rhynchophorus
palmarum (Linnaeus, 1758) (Coleoptera: Curculionidae). The experimental design was
completely randomized in a factorial design (5x3) + control, composed of five treatments
(isolated IBCB 66, CPATC 032, CPATC 057 and T9, and the commercial product Boveril®)
and three concentrations of each fungus (107, 108 and 109 conidia.mL-1). Sections of stems of
sugarcane (Saccharum officinarum L.) were submerged in the standard suspension of the
fungi for a period of 30 minutes. Adults of R. palmarum were placed in plastic containers
containing the stems of cane sugar, previously treated by the fungus, which remained in
contact with the inoculum for three hours. The treatments consisted of five replication of five
insects each, totaling 25 insects/treatment, over 25 insects used in the control. The data of
confirmed mortality were submitted to analysis of variance (ANOVA) using the Proc
ANOVA of SAS, and the means compared by Tukey test at 5% probability. To determine
percentage survival, confirmed mortality data were subjected to Log-Rank test using the
Kaplan-Meyer method. Subsequently the values of LC50 and LT50 were estimated submitting
mortality confirmed the Probit analysis. The commercial product Boveril® and isolated IBCB
66, CPATC 032 and CPATC 057 caused the confirmed mortality of 40, 36, 64 and 52% of R.
palmarum adults, respectively, for the concentration 109 conidia.mL-1 did not differ
concentration of 108 conidia.mL-1, where the isolated CPATC 032 caused mortality of 52% of
the insects, which in turn did not differ isolated CPATC 057, which showed 44% confirmed
mortality of adults. From the average survival of R. palmarum, concentration 107 conidia.mL1
, we found a significant difference between the isolated CPATC 032 (12.25 days) and the
isolated T9, the product Boveril® and the control, with average between 14 and 19 days. The
concentration 108 conidia.mL-1, for the isolated CPATC 032, the insects had survival of
approximately 11 days, did not differ from product Boveril®, with approximate survival of 13
days. In the concentration 109 conidia.mL-1, the median survival for the product Boveril® and
isolated IBCB 66, CPATC 032 and CPATC 057 was 12 to 15 days, with no difference
between them. The isolated CPATC 032 showed higher virulence and lower LC50, estimating
it in 1,11x109 conidia.mL-1; while the LT50 in concentrations 108 and 109 conídios.mL-1 was
17.61 days and 17.25 days, respectively.
Keywords: Cocos nucifera. Giant palm weevil. Beauveria bassiana. Trichoderma
harzianum.
75
4.1 INTRODUÇÃO
A
coleobroca
Rhynchophorus
palmarum
(Linnaeus,
1758)
(Coleoptera:
Curculionidae) é uma praga-chave da cultura do coqueiro (Cocos nucifera L.), responsável
por causar danos diretos, decorrentes da alimentação das larvas, e danos indiretos
ocasionados, principalmente, pelos insetos adultos, sendo os principais vetores do nematoide
Bursaphelenchus cocophilus (Cobb, 1919) Baujard, 1989 (Nematoda: Aphelenchoididae), que
por sua vez pode provocar a morte da planta (OEPP, 2005).
O controle de R. palmarum sempre se baseou nos hábitos comportamentais do inseto e
na utilização de práticas culturais. No entanto, existem na natureza agentes bióticos com
elevado potencial para provocar mudanças na população dessa espécie, a exemplo de vírus,
fungos, bactérias e nematoides, cuja utilização em larga escala pode contribuir para manter a
população da praga abaixo do Nível de Dano Econômico (NDE) (FERREIRA, 2002). Dentre
esses agentes biológicos de controle de insetos-praga, os fungos causam cerca de 80% das
enfermidades (ALVES, 1998).
Os fungos apresentam grande capacidade de controle de insetos-praga devido ao seu
modo de ação, que consiste na adesão dos conídios no tegumento dos insetos, podendo
também penetrar por ingestão; e pela dispersão horizontal, com o seu transporte feito por
diversos agentes a grandes distâncias, aumentando a sua capacidade de disseminação no
ambiente e podendo atingir vários insetos-pragas (ALVES, 1998). Além disso, pode
apresentar um amplo espectro de hospedeiros, sendo possível o seu cultivo em laboratório
(LEITE et al., 2003).
Sabendo-se que os insetos adultos de R. palmarum não permanecem nas plantas,
apenas alimentam-se e ovipositam, e suas larvas completam o ciclo no interior do estipe do
coqueiro, a aplicação de fungos entomopatogênicos diretamente sobre os insetos torna-se
ineficiente. Desse modo, uma alternativa viável em campo é inocular os fungos em atrativos
alimentares e torná-los disponíveis aos insetos por meio de armadilhas de autoinoculação,
onde o inseto pode entrar e sair livremente das armadilhas, causando a mortalidade direta dos
insetos dentro das armadilhas ou disseminando a doença no campo.
Entre os fungos entomopatogênicos mais conhecidos e estudados estão os dos gêneros
Entomophthora Fresenius, Verticillium Viègas, Hirsutella Fischer, Cordyceps Fries,
Aschersonia Webber, Metarhizium Sorokin, Beauveria Vuillemin e Nomuraea Moublanc
(CARNEIRO et al., 2004).
76
De acordo com Lazzarini (2005), Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin tem um
ciclo biológico que permite sua caracterização como um parasita facultativo. Seus conídios
podem penetrar em qualquer parte da cutícula do inseto. Após atravessar a cutícula, formamse tubos germinativos e hifas que atravessam o tegumento. Na hemolinfa do inseto, o fungo se
multiplica e logo há uma massa hifal considerável. O inseto morre e, com o esgotamento dos
nutrientes, se houverem condições favoráveis, o fungo germina, exteriorizando suas hifas,
formando uma massa branca na superfície do inseto morto.
O gênero Trichoderma Persoon reúne espécies que se encontram entre os fungos de
solo mais comumente encontrados. Além de uma capacidade adaptativa elevada, apresentam
também grande potencial de dispersão (SANTOS, 2010). A utilização dos fungos do gênero
Trichoderma para o controle biológico de pragas e doenças baseia-se na degradação de
enzimas hidrolíticas. Em geral, diferentes estirpes de Trichoderma spp. exibem diferentes
níveis de expressão dessas enzimas hidrolíticas, o que leva a diferenças de desempenho
quando utilizados como agentes de controle biológico (GONZÁLEZ et al., 2012). De acordo
com Shakeri; Foster (2007), quitinase e proteases são duas destas enzimas responsáveis pela
degradação da parede celular dos fungos fitopatogênicos e da cutícula dos insetos e
nematoides, que é composta principalmente de quitina.
Conforme foi observado por Lamovšek; Urek; Trdan (2013), a quitina também está
presente na cutícula dos ovos de nematoides, cuja viabilidade diminui severamente quando
tratados com espécies de Trichoderma spp.
Considerando que existe uma grande variabilidade genética nas espécies de fungos, a
seleção de isolados é fundamental em estudos de controle biológico de pragas com
entomopatógenos, a fim de estabelecer uma ferramenta natural e uma alternativa ecológica e
viável para superar os problemas ocasionados pelos insetos-praga. Sendo assim, o presente
estudo teve como objetivo avaliar o efeito de diferentes concentrações dos isolados IBCB 66,
CPATC 032 e CPATC 057 de B. bassiana, do isolado T9 de Trichoderma harzianum Rifai e
do produto comercial Boveril® sobre adultos de R. palmarum.
77
4.2 MATERIAL E MÉTODOS
4.2.1 Local e instalações
Os trabalhos foram desenvolvidos no Laboratório de Entomologia da Empresa
Brasileira de Pesquisa Agropecuária (EMBRAPA) da Unidade de Execução de Pesquisa
(UEP) Rio Largo, localizada na Unidade Acadêmica Centro de Ciências Agrárias (U.A.
CECA), da Universidade Federal de Alagoas (UFAL), a temperatura de 26 ± 1ºC, umidade
relativa de 60 ± 10% e fotofase de 12h.
4.2.2 Coleta de adultos de Rhynchophorus palmarum
Os insetos foram coletados em pomares de coco localizados no município de Coqueiro
Seco, situado na Zona da Mata do Estado de Alagoas a 09°38'16" de latitude Sul e 35°48'10"
de longitude Oeste. Para captura dos insetos adultos, utilizaram-se 10 armadilhas do tipo
“milkan”, com capacidade de 5 L, em cujas tampas foram feitos furos e instalados funis para
facilitar a entrada e evitar a saída dos insetos. Dentro dos baldes foram colocadas seções de
colmos de cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.) (atrativo alimentar) mais uma cápsula
do feromônio comercial (Rincoforol®). As armadilhas foram instaladas na periferia do pomar
e os insetos adultos foram coletados quinzenalmente, quando também eram substituídos o
atrativo alimentar e as cápsulas do feromônio, quando necessário (Figura 14).
Figura 14 - Armadilhas instaladas para coleta de adultos de Rhynchophorus palmarum (A e B); e insetos
capturados dentro da armadilha (C).
A
Foto: Autora (2013).
B
C
78
4.2.3 Origem dos fungos entomopatogênicos
Os isolados de B. bassiana e T. harzianum utilizados no estudo foram originários de
diferentes hospedeiros e localidades. Utilizou-se o produto comercial Boveril®, à base do
fungo B. bassiana, e quatro isolados de fungos, sendo três de B. bassiana e um de T.
harzianum (Tabela 10).
Tabela 10 - Procedência dos isolados de Beauveria bassiana e Trichoderma harzianum e do produto comercial
Boveril® utilizados nos experimentos com Rhynchophorus palmarum.
1
Fungos
Isolados
Hospedeiro
Localidade
B. bassiana
IBCB 66
Hypothenemus hampei
(Ferrari, 1867) (Coleoptera:
Curculionidae)
São José do Rio Pardo-SP
CPATC 032
R. palmarum
Aracaju-SE
CPATC 057
Homalinotus coriaceus (Gyllenhal,
1836) (Coleoptera: Curculionidae)
Aracaju-SE
Boveril®1
Solenopsis sp. (Westwood, 1840)
(Hymenoptera: Formicidae)
Piracicaba-SP
T. harzianum
T9
Solo
Jaguariúna-SP
Produto comercial Boveril® PM PL63/Koppert Biological Systems, à base do fungo Beauveria bassiana.
4.2.4 Teste de viabilidade dos fungos entomopatogênicos
A viabilidade dos conídios de todos os isolados e do produto comercial foi
determinada pelo método da germinação, inoculando-se 0,1 mL de suspensão de cada isolado
em duas placas de Petri contendo ágar-ágar e espalhada com auxílio de uma alça de
Drigalsky. Foi determinada a concentração inicial do inóculo na suspensão de cada fungo,
encontrando-se os seguintes valores: IBCB 66 (1,21x109 conídios.0,1mL-1), CPATC 032
(5,35x108 conídios.0,1mL-1), CPATC 057 (4,30x108 conídios.0,1mL-1), T9 (9,7x108
conídios.0,1mL-1) e Boveril® (1,98x108 conídios.0,1mL-1).
Em seguida, as placas de Petri foram mantidas em câmaras tipo BOD a 25 ± 1ºC por
24h e as leituras realizadas em microscópio óptico de luz para encontrar a viabilidade dos
conídios, que foi determinada através da contagem direta nas placas de Petri dos conídios
germinados e não germinados (ALVES; MORAES, 1998), sendo que, para isto, as placas de
79
Petri foram divididas em quatro quadrantes, sobre os quais foram colocadas lamínulas para
leitura em microscópio.
4.2.5 Preparação das suspensões de esporos dos fungos entomopatogênicos
Para obtenção dos isolados IBCB 66 e T9, os fungos foram produzidos em meio de
cultura semi-sólido de arroz, submetendo-os a diluições com Água Destilada Esterilizada
(ADE). Para obter a suspensão padrão do isolado IBCB 66 foram adicionados 200 g de arroz
em 300 mL de ADE; e para o isolado T9 diluiu-se 100 g de arroz em 200 mL de ADE. A
partir dessas suspensões, coadas em gaze esterilizada, foram realizadas diluições sucessivas
para permitir a contagem direta dos esporos em microscópio óptico de luz, utilizando-se a
câmara de Neubauer. Depois de determinada a concentração de esporos da suspensão-padrão
para IBCB 66 e T9, equivalente a 1,21x1010 e 9,7x109 conídios.mL-1 de suspensão,
respectivamente, foram realizadas novas diluições em ADE mais espalhante adesivo Will
Fix® (0,1%) visando padronizar as concentrações empregadas no experimento (107, 108 e 109
conídios.mL-1 de suspensão).
Para preparar a suspensão do produto comercial Boveril® misturou-se 150 g do
produto (pó) em 300 mL de ADE. As suspensões foram coadas em gaze esterilizada e
quantificadas em câmara de Neubauer após diluições sucessivas. Depois de determinada a
concentração de esporos da suspensão-padrão do produto Boveril® equivalente a 1,98x109
conídios.mL-1 de suspensão, foram realizadas novas diluições em ADE mais Will Fix® (0,1%)
visando padronizar as concentrações empregadas no experimento (107, 108 e 109 conídios.mL1
de suspensão).
Os isolados CPATC 032 e CPATC 057 foram obtidos a partir dos conídios dos
isolados cultivados em placas de Petri contendo meio BDA da Micoteca da Embrapa
Tabuleiros Costeiros. Discos de micélio retirados dos isolados CPATC 032 e CPATC 057
foram repicados no centro de 20 placas de Petri contendo meio BDA e mantidas a 25ºC por
10 dias. Após esse período, foram preparadas suspensões fúngicas mediante adição de 10 mL
de ADE em cada placa de Petri. As suspensões foram coadas em gaze esterilizada e
quantificadas em câmara de Neubauer após diluições sucessivas. Depois de determinada a
concentração de esporos da suspensão-padrão para CPATC 032 e CPATC 057 de 5,35x109 e
4,3x109 conídios.mL-1 de suspensão, respectivamente, foram realizadas novas diluições em
ADE mais Will Fix® (0,1%), visando padronizar as concentrações empregadas no
experimento (107, 108 e 109 conídios.mL-1 de suspensão).
80
4.2.6 Bioensaios de inoculação dos fungos
Seções de quatro colmos de cana-de-açúcar, medindo cerca de 10 cm de comprimento,
foram cortados e abertos longitudinalmente. Os colmos foram submersos nas suspensões
padronizadas de esporos dos isolados IBCB 66, CPATC 032, CPATC 057 e T9, e do produto
comercial Boveril® nas concentrações 107, 108 e 109 conídios.mL-1 de suspensão + espalhante
adesivo Will Fix® (0,1%), por um período de 30 minutos, conforme Mendonça (2007) (Figura
15). No tratamento testemunha, os colmos foram imersos somente em água destilada +
espalhante adesivo Will Fix® (0,1%), durante o mesmo período dos demais tratamentos. Os
adultos de R. palmarum foram separados em grupo de 25 insetos e transferidos para baldes (5
L) lacrados e com as tampas perfuradas contendo os colmos de cana-de-açúcar previamente
tratados pelo fungo, onde permaneceram em contato com o inóculo durante três horas (Figura
16), de acordo com metodologia descrita por Mendonça (2007). Para isso, foram utilizados
nos testes de inoculação insetos (ambos os sexos) aparentemente sadios e de tamanho
uniforme.
Figura 15 - Imersão dos colmos de cana-de-açúcar na suspensão dos fungos entomopatogênicos: IBCB 66 (A),
CPATC 032 (B), CPATC 057 (C), Boveril® (D) e T9 (E).
A
B
C
D
E
Foto: Autora (2014).
Figura 16 - Adultos de Rhynchophorus palmarum em contato com os colmos de cana-de-açúcar tratados pelos
fungos entomopatogênicos.
Foto: Autora (2013).
81
Após o período de inoculação com os fungos, seções do colmo da cana-de-açúcar
foram oferecidos aos insetos como substrato de alimentação. Os insetos foram
individualizados em recipientes plásticos (500 mL), sendo o alimento substituído a cada três
dias. As avaliações de mortalidade foram realizadas diariamente por um período de 20 dias,
tempo suficiente para os fungos estudados completarem o seu ciclo de vida na presença de um
hospedeiro.
Os insetos mortos foram lavados com Hipoclorito de Sódio (2%) e, posteriormente,
com água destilada, visando limpar a superfície dos mesmos, sendo, em seguida,
individualizados em recipientes plásticos (100 mL) contendo algodão esterilizado e
umedecido com ADE e mantidos em estufa incubadora tipo BOD (T. 25 ± 2ºC, UR 70 ± 10%
e fotofase de 12h), visando confirmar a mortalidade por meio da esporulação dos fungos
(Figura 17).
Figura 17 - Assepsia dos insetos com Hipoclorito de Sódio (2%) (A), água destilada (B) e, posteriormente,
colocados em BOD (C).
A
B
C
Foto: Autora (2013).
4.2.7 Análise estatística
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado em esquema fatorial (5x3)
+ testemunha, composto por cinco tratamentos (isolados IBCB 66, CPATC 032, CPATC 057
e T9, e pelo produto comercial Boveril®) e três concentrações de cada fungo (107, 108 e 109
conídios.mL-1). Os tratamentos foram constituídos por cinco repetições compostas por cinco
insetos cada, totalizando 25 insetos/concentração de fungo, mais 25 insetos utilizados na
testemunha.
Os dados de mortalidade confirmada (porcentagem dos insetos nos quais ocorreu
esporulação do fungo), transformados em arco seno
(x / 100) , e os dados de viabilidade dos
conídios dos isolados de B. bassiana e T. harzianum, e do produto Boveril® foram submetidos
82
à análise da variância (ANOVA), utilizando o Proc ANOVA do SAS versão 9.0, e as médias
comparadas pelo teste de Tukey ao nível de 5% de significância (SAS INSTITUTE, 2002).
Mediante os dados de mortalidade confirmada dos adultos de R. palmarum,
determinou-se a porcentagem de sobrevivência média, sendo os dados submetidos ao teste de
Log-Rank, através do método Kaplan-Meyer por pares de isolado, usando o Proc Lifetest. Na
determinação da Concentração Letal (CL50) e do Tempo Letal (TL50) dos isolados IBCB 66,
CPATC 032, CPATC 057 e T9, e do produto Boveril®, os dados de mortalidade confirmada
de adultos de R. palmarum foram submetidos a análise de Probit. Para todas as análises
utilizou-se o programa estatístico SAS versão 9.0 (SAS INSTITUTE, 2002).
83
4.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.3.1 Viabilidade dos fungos entomopatogênicos
A viabilidade dos conídios dos isolados IBCB 66, CPATC 032, CPATC 057 e T9, e
do produto comercial Boveril® mostraram-se adequadas, sendo que os isolados CPATC 057 e
IBCB 66 apresentaram, respectivamente, maior e menor porcentagem de viabilidadade, não
diferindo dos demais tratamentos (Tabela 11). Alves; Faria (2010) considera que seja de
qualidade satisfatória uma viabilidade acima de 80% nos produtos comerciais à base de
esporos puros.
Tabela 11 - Média ± EP1 da viabilidade (%) dos conídios dos isolados de Beauveria bassiana e Trichoderma
harzianum e do produto comercial Boveril®.
Tratamentos
Viabilidade (%)
IBCB 66
97,00 ± 0,82 b
CPATC 032
98,00 ± 0,82 ab
CPATC 057
99,25 ± 0,96 a
Boveril®2
98,75 ± 1,26 ab
T9
98,25 ± 0,96 ab
CV (%)
0,99
1
Médias seguidas pela mesma letra não diferem estatisticamente entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5% de
significância.
2
Produto comercial Boveril® PM PL63/Koppert Biological Systems, à base do fungo Beauveria bassiana.
Fonte: Autora (2014).
4.3.2 Patogenicidade dos isolados de Beauveria bassiana e Trichoderma harzianum, e do
produto comercial Boveril® sobre adultos de Rhynchophorus palmarum
Após a morte dos insetos pela ação dos isolados dos fungos B. bassiana e T.
harzianum, e do produto Boveril®, as hifas começaram a emergir, iniciando-se, associada ao
crescimento micelial, a esporulação do fungo, recobrindo o corpo do inseto (Figura 18).
84
Figura 18 - Evolução da infecção de adultos de Rhynchophorus palmarum pelos isolados do fungo Beauveria
bassiana e pelo produto comercial Boveril® (A) e Trichoderma harzianum (B). (Temp. 25 ± 2ºC, UR
70 ± 10% e fotofase de 12h).
A
B
Foto: Autora (2013).
Apenas 8% dos insetos da testemunha utilizada no experimento apresentaram
esporulação de fungo, sendo esse fato ocasionado pela ocorrência natural do fungo B.
bassiana em campo. Todos os isolados, nas três concentrações testadas (107, 108 e 109
conídios.mL-1), mostraram-se patogênicos aos adultos de R. palmarum (Tabela 12).
Apesar de o isolado T9 de T. harzianum ter sido patogênico aos adultos de R.
palmarum, penetrando na sua cutícula, que é composta principalmente de quitina (SHAKERI;
FOSTER, 2007), as concentrações utilizadas do fungo não influenciaram na porcentagem de
mortalidade dos mesmos (Tabela 12).
O produto comercial Boveril® e os isolados IBCB 66, CPATC 032 e CPATC 057
provocaram a mortalidade confirmada de 40, 36, 64 e 52% dos adultos de R. palmarum,
respectivamente, quando alimentados com seções do colmo de cana-de-açúcar tratadas com a
concentração 109 conídios.mL-1, observando-se diferenças significativas somente em relação a
mortalidade confirmada ocasionada na testemunha e na concentração de 107 conídios.mL-1
(Tabela 12).
85
Tabela 12 – Média ± EP1 da mortalidade confirmada (%) de adultos de Rhynchophorus palmarum alimentados
com cana-de-açúcar tratada com fungos entomopatogênicos nas concentrações de 10 7, 108 e 109
conídios.mL-1. (Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h).
-------------------------------------Concentração (conídios.mL-1)--------------------------------------
Tratamentos
0
107
108
109
IBCB 66
8,00 ± 4,29 aB
4,00 ± 2,86 aB
16,00 ± 5,72 bcAB
36,00 ± 6,44 abA
CPATC 032
8,00 ± 4,29 aC
32,00 ± 5,72 aBC
52,00 ± 7,87 aAB
64,00 ± 6,44 aA
CPATC 057
8,00 ± 4,29 aC
24,00 ± 5,72 aBC
44,00 ± 9,30 abAB
52,00 ± 5,72 aA
Boveril®2
8,00 ± 4,29 aB
8,00 ± 4,29 aB
20,00 ± 3,57 bcAB
40,00 ± 7,15 abA
8,00 ± 4,29 aA
4,00 ± 2,86 aA
8,00 ± 4,29 cA
12,00 ± 6,44 bA
T9
1
Médias seguidas pela mesma letra minúscula nas colunas e maiúscula nas linhas não diferem estatisticamente
entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. CV = 23,49%.
2
Produto comercial Boveril® PM PL63/Koppert Biological Systems, à base do fungo Beauveria bassiana.
Fonte: Autora (2014).
A eficiência das concentrações fúngicas utilizadas no controle de insetos-praga está
relacionada com a variabilidade que existe entre os isolados de B. bassiana. Sheeba et al.
(2001), ao avaliar o gorgulho-do-arroz Sitophilus oryzae (L., 1763) (Coleoptera:
Curculionidae) durante 20 dias após serem tratados com o isolado MTCC 2028 de B.
bassiana nas concentrações 3,2x105, 2,5x106 e 3,9x107 conídios.mL-1, constataram
mortalidade média confirmada de 28, 48,4 e 75,8%, respectivamente.
Pedrini et al. (2010) estudaram a eficiência do isolado GHA de B. bassiana, em quatro
concentrações, sobre adultos de Tribolium castaneum (Herbst., 1797) (Coleoptera:
Tenebrionidae) e Ulomoides dermestoides (Fairmaire, 1893) (Coleoptera: Tenebrionidae),
imersos na suspensão fúngica por 6 segundos e avaliados durante 14 dias após serem tratados,
e observaram mortalidade confirmada de 0, 0, 0 e 4% para T. castaneum e 0, 6,7, 12,5 e
10,6% para U. dermestoides nas concentrações 106, 107, 108 e 109 conídios.mL-1,
respectivamente.
Na concentração 107 conídios.mL-1, a porcentagem de mortalidade confirmada do
Boveril® e dos isolados T9, IBCB 66, CPATC 032 e CPATC 057 foi de 8, 4, 4, 32 e 24%,
respectivamente, não diferindo entre si (Tabela 12). Enquanto isso, Pires et al. (2010)
constataram mortalidade confirmada de 13% de lagartas de Tuta absoluta (Meyrick, 1917)
86
(Lepidoptera: Gelechiidae) ao alimentá-las com folíolos de tomateiro pulverizados com a
suspensão do isolado CPATC 057 na concentração de 107 conídios.mL-1.
Rondelli et al. (2012) constataram que o produto comercial Boveril®, na concentração
107 conídios.mL-1, foi responsável pela mortalidade confirmada de 86,4% de lagartas da traçadas-crucíferas Plutella xylostella (Linnaeus, 1758) (Lepidoptera: Plutellidae), apresentando,
dessa maneira, resultados bem superiores aos encontrados no presente estudo. Provavelmente,
essa elevada diferença na porcentagem da mortalidade ocorreu devido à forte esclerose do
exoesqueleto e dos élitros dos insetos pertencentes à ordem Coleoptera (COSTA LIMA,
1952), dificultando a penetração do fungo, o que não ocorre na ordem Lepidoptera.
Para a concentração 108 conídios.mL-1, o isolado CPATC 032 ocasionou mortalidade
de 52% dos insetos, porém não diferiu significativamente do isolado CPATC 057, o qual
apresentou 44% de mortalidade confirmada dos adultos de R. palmarum. A mortalidade
confirmada causada pelo produto Boveril® e pelos isolados T9 e IBCB 66 foi de 20, 8 e 16%,
respectivamente, não diferindo entre si (Tabela 12). Em contrapartida, Giometti et al. (2010)
encontraram mortalidade confirmada de 70% ao tratar os adultos do bicudo-do-algodoeiro
Anthonomus grandis (Boheman, 1843) (Coleoptera: Curculionidae) com o isolado IBCB 66
na concentração 108 conídios.mL-1. Possivelmente, essa diferença pode estar associada ao
método de aplicação do fungo diretamente no inseto, garantindo um maior índice de
mortalidade.
Diferenças encontradas nos índices de mortalidade confirmada podem estar
relacionadas à virulência dos isolados de B. bassiana ou ainda pelo modo de aplicação do
fungo. Lo Verde et al. (2015), ao tratar adultos de Rhynchophorus ferrugineus (Olivier, 1790)
(Coeloptera: Curculionidae) com o isolado L1 de B. bassiana durante 30 segundos na
concentração 108 conídios.mL-1, verificaram 20% de mortalidade confirmada. Por outro lado,
Nussenbaum; Lecuona (2012) verificaram que os isolados de B. bassiana Bb 23, Bb 286, Bb
301 e Bb 302 ocasionaram mortalidade de 90-92% sobre os adultos de A. grandis, quando
tratados por 15 segundos com a concentração 5x105 conídios.mL-1.
Na concentração 109 conídios.mL-1, o produto Boveril® e os isolados IBCB 66,
CPATC 032 e CPATC 057 ocasionaram mortalidade de 40, 36, 64 e 52% dos insetos,
respectivamente, não ocorrendo diferenças significativas entre esses isolados. O isolado T9 de
T. harzianum ocasionou a mortalidade de apenas 12% dos insetos (Tabela 12).
Embora o isolado CPATC 032 não tenha diferido estatisticamente dos demais
tratamentos, exceto do isolado T9, é provável que a maior porcentagem de mortalidade de R.
87
palmarum ocasionada por esse tratamento esteja relacionada ao fato de ser um fungo isolado
do próprio inseto em estudo, proporcionando uma maior virulência.
Ainda em relação ao isolado CPATC 032, valor próximo foi encontrado por
Mendonça (2007), que, ao estudar a eficiência desse isolado sobre adultos de R. palmarum,
alimentados com colmos de cana-de-açúcar previamente tratados pelo fungo na concentração
109 conídios.mL-1, durante 3 horas, constatou 61,4% de mortalidade dos insetos.
Resultados próximos, porém, mantendo os insetos em contato direto com a suspensão
fúngica, foram encontrados por Almeida et al. (2009), os quais verificaram que o isolado
IBCB 66 de B. bassiana na concentração 1,12x109 conídios.mL-1 causou mortalidade
confirmada de 40% dos adultos do moleque-da-bananeira Cosmopolites sordidus (Germar,
1824) (Coleoptera: Curculionidae).
4.3.3 Análise de sobrevivência dos adultos de Rhynchophorus palmarum tratados com fungos
entomopatogênicos
Com relação à sobrevivência média, ou seja, o tempo de vida dos adultos de R.
palmarum após serem alimentados com seções do colmo de cana-de-açúcar tratadas com os
fungos entomopatogênicos, na concentração 107 conídios.mL-1 foi possível verificar que
houve diferença significativa entre o isolado CPATC 032 (12,25 dias) e o isolado T9, o
produto Boveril® e a testemunha, com médias entre 14 e 19 dias (Tabela 13).
Pode-se constatar que os insetos alimentados com a cana-de-açúcar tratada com o
isolado CPATC 032, na concentração 108 conídios.mL-1, apresentou sobrevivência de
aproximadamente 11 dias, não diferindo apenas do produto Boveril®, com sobrevivência
aproximada de 13 dias (Tabela 13). Esses valores divergem dos resultados encontrados por
outros autores, possivelmente, devido aos insetos não estarem em contato direto com a
solução fúngica. Como por exemplo, Nussenbaum; Lecuona (2012) verificaram que adultos
de A. grandis tratados durante 15 segundos com os isolados de B. bassiana Bb 23, Bb 286, Bb
301 e Bb 302, apresentaram sobrevivência média de 7 a 9 dias.
Por outro lado, Lo Verde et al. (2015) ao tratar adultos de R. ferrugineus com o
isolado L1 de B. bassiana durante 30 segundos na concentração 108 conídios.mL-1,
constataram sobrevivência aproximada de 23 dias.
A sobrevivência média dos adultos de R. palmarum expostos ao alimento tratado com
a concentração 109 conídios.mL-1 do produto Boveril® e dos isolados IBCB 66, CPATC 032 e
CPATC 057 foi de 12 a 15 dias, não diferindo entre si. O isolado T9 apresentou sobrevivência
88
média de 17 dias, não diferindo apenas da testemunha (Tabela 13). Os resultados deste estudo
mostraram-se mais eficientes que os encontrados por Dembilio et al. (2010), os quais
verificaram que a sobrevivência média dos adultos de R. ferrugineus imersos na suspensão
fúngica do isolado EABb 07/06-Rf de B. bassiana, durante 90 segundos, foi de 16 dias.
Tabela 13 - Média ± EP1 da sobrevivência (dias) de adultos de Rhynchophorus palmarum alimentados com canade-açúcar tratada com fungos entomopatogênicos nas concentrações de 10 7, 108 e 109 conídios.mL-1.
(Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h).
-------------------------------Concentração (conídios.mL-1)-------------------------------Tratamentos
107
108
109
Testemunha
19,50 ± 0,50 a
19,50 ± 0,50 a
19,50 ± 0,50 a
IBCB 66
13,00 ± 0,00 abc
17,75 ± 0,95 a
14,78 ± 1,62 bc
CPATC 032
12,25 ± 1,81 c
11,77 ± 1,14 c
12,87 ± 1,25 cd
CPATC 057
13,33 ± 0,56 abc
15,91 ± 1,25 ab
15,85 ± 1,18 abc
Boveril®2
14,50 ± 0,50 ab
13,60 ± 0,51 abc
12,70 ± 2,07 cd
T9
16,00 ± 0,00 a
16,00 ± 4,00 a
17,00 ± 2,52 ab
2
χ = 11,50
*
2
χ = 17,60
*
χ2 = 14,83*
1
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste de Log-Rank por pares de isolados
após análise de sobrevivência pelo método Kaplan-Meyer.
2
Produto comercial Boveril® PM PL63/Koppert Biological Systems, à base do fungo Beauveria bassiana.
*
Significativo a 5% de probabilidade.
Fonte: Autora (2014).
4.3.4 Determinação da Concentração Letal (CL50) para adultos de Rhynchophorus palmarum
Com base nos valores de mortalidade confirmada dos adultos de R. palmarum
alimentados com cana-de-açúcar tratada com os fungos, todos os isolados foram selecionados
para determinar a CL50, entretanto, apenas o isolado CPATC 032 apresentou-se viável (menor
CL50) no controle de R. palmarum em condições de laboratório. A CL50 do isolado CPATC
032 foi estimada em 1,11x109 conídios.mL-1 com limites inferior e superior de 5,47x107 e
3,83x1015, respectivamente (Tabela 14).
89
Tabela 14 - Estimativa da Concentração Letal (CL50) para os fungos entomopatogênicos sobre adultos de
Rhynchophorus palmarum. (Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e fotofase de 12 h).
Isolado
CL50 (conídios.mL-1)
(IC 95%)2
χ2(3)
Valor P(4)
β(5)
IBCB 66
3,21x1015
(7,38x109 – 2,37x1018)
0,03
0,88
0,68
CPATC 032
1,11x109
(5,47x107 – 3,83x1015)
0,11
0,74
0,41
0,32
0,57
0,38
9
CPATC 057
5,16x10
(8,32x108 – 1,41x1037)
15
Boveril®1
2,78x10
(5,67x109 – 1,09x1019)
0,00
0,97
0,57
T9
1,34x1019
(–)
0,02
0,89
0,28
1
Produto comercial Boveril® PM PL63/Koppert Biological Systems, à base do fungo Beauveria bassiana.
(IC 95%) = Intervalo de Confiança (5% de significância).
3 2
χ = Teste de Qui-quadrado.
4
Valor P = Probabilidade (5% de significância).
5
β = Coeficiente angular da reta.
Fonte: Autora (2014).
2
Apesar de as condições de temperatura e umidade estarem favoráveis à boa atuação
dos isolados IBCB 66, CPATC 057 e T9, e do produto Boveril®, os resultados não foram
satisfatórios, atestando que tais isolados são patogênicos aos adultos de R. palmarum,
entretanto, não apresentam agressividade acentuada para estimar um menor valor da CL50,
tornando-os economicamente inviáveis. Contudo, outros isolados da mesma espécie podem
apresentar resultados mais promissores, como verificado por Sabbour (2013), o qual estimou
a CL50 para o isolado estoque 1 de B. bassiana, obtido da Unidade de Micologia da França,
sobre fêmeas e machos de R. ferrugineus em 3,11x104 e 3,09x104 conídios.mL-1,
respectivamente.
Nussenbaum; Lecuona (2012) estimaram a CL50 dos isolados de B. bassiana Bb 23,
Bb 286, Bb 301 e Bb 302 sobre adultos de A. grandis em 8,63x107, 1,45x108, 4,47x107 e
4,76x107 conídios.mL-1, respectivamente. Ao tratar adultos de R. ferrugineus com o isolado
EABb 07/06-Rf de B. bassiana nas concentrações 6,73x106, 6,73x107, 6,73x108 e 6,73x109
conídios.mL-1, Dembilio et al. (2010) estimaram a CL50 em 3,0x109, apresentando-se menos
eficiente que o isolado CPATC 032 sobre os adultos R. palmarum.
90
4.3.5 Determinação do Tempo Letal (TL50) para adultos de Rhynchophorus palmarum
Por meio da análise de Probit, as concentrações de 108 e 109 conídios.mL-1 dos
isolados IBCB 66, CPATC 032, CPATC 057 e T9, e do produto comercial Boveril® foram
selecionadas para a determinação do TL50. A concentração 107 conídios.mL-1 não foi
selecionada para estimar o TL50 devido a baixa porcentagem da mortalidade durante o período
de avaliação e, consequentemente, por apresentar valores elevados do TL50.
Na concentração 108, os isolados CPATC 032 e CPATC 057 apresentaram melhores
desempenhos durante os 20 dias de avaliação do experimento. O TL50 do isolado CPATC 032
de B. bassiana foi estimado em 17,61 dias com limites inferior e superior de 15,89 e 20,31
dias, respectivamente. Em relação ao isolado CPATC 057, o TL50 foi estimado em 23,11 dias
com limites inferior e superior de 20,28 e 29,29 dias, respectivamente (Tabela 15).
Tabela 15 - Estimativa do Tempo Letal (TL50) para os fungos entomopatogênicos na concentração 108
conídios.mL-1 sobre adultos de Rhynchophorus palmarum (Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e
fotofase de 12 h).
Isolado
TL50 (dias)
(IC 95%)2
χ2(3)
Valor P(4)
β(5)
IBCB 66
24,86
(21,66 – 42,67)
1,53
1,00
9,61
CPATC 032
17,61
(15,89 – 20,31)
4,99
0,99
3,53
CPATC 057
23,11
(20,28 – 29,29)
5,24
0,99
4,70
Boveril®1
25,61
(21,84 – 36,37)
6,96
0,99
5,11
T9
55,79
(30,83 – 13.945)
2,97
1,00
3,25
1
Produto comercial Boveril® PM PL63/Koppert Biological Systems, à base do fungo Beauveria bassiana.
(IC 95%) = Intervalo de Confiança (5% de significância).
3 2
χ = Teste de Qui-quadrado.
4
Valor P = Probabilidade (5% de significância).
5
β = Coeficiente angular da reta.
Fonte: Autora (2014).
2
Na concentração 109, os isolados CPATC 032 e CPATC 057 também apresentaram os
melhores resultados para o período avaliado. O TL50 do isolado CPATC 032 foi estimado em
17,25 dias com limites inferior e superior de 15,40 e 20,13 dias, respectivamente. Em relação
ao isolado CPATC 057, o TL50 foi estimado em 21,92 dias com limites inferior e superior de
19,44 e 26,84 dias, respectivamente (Tabela 16).
91
Tabela 16 - Estimativa do Tempo Letal (TL50) para os fungos entomopatogênicos na concentração 109
conídios.mL-1 sobre adultos de Rhynchophorus palmarum. (Temp. 26 ± 1ºC, UR 60 ± 10% e
fotofase de 12 h).
Isolado
TL50 (dias)
(IC 95%)2
χ2(3)
Valor P(4)
β(5)
IBCB 66
32,31
(24,89 – 54,15)
9,81
0,94
2,69
CPATC 032
17,25
(15,40 – 20,13)
7,91
0,98
3,07
CPATC 057
21,92
(19,44 – 26,84)
5,81
0,99
4,49
Boveril®1
38,51
(26,77 – 80,16)
4,44
0,99
1,67
T9
42,19
(27,67 – 461,05)
2,93
1,00
3,98
1
Produto comercial Boveril® PM PL63/Koppert Biological Systems, à base do fungo Beauveria bassiana.
(IC 95%) = Intervalo de Confiança (5% de significância).
3 2
χ = Teste de Qui-quadrado.
4
Valor P = Probabilidade (5% de significância).
5
β = Coeficiente angular da reta.
Fonte: Autora (2014).
2
Loureiro; Moino Júnior (2007), ao testar a patogenicidade do isolado IBCB 66 na
concentração 108 conídios.mL-1, pulverizando-os sobre adultos do predador Orius insidiosus
(Say, 1832) (Hemiptera: Anthocoridae), determinaram que o TL50 foi de 4,97 dias. Da mesma
forma, Pinto et al. (2012) estudando a patogenicidade do isolado IBCB 66, no mesmo modo
de aplicação, na concentração 109 conídios.mL-1 sobre adultos do psilídio Diaphorina citri
(Kuwayama, 1908) (Psyllidae: Hemiptera), constataram que o TL50 foi de 5,7 dias. Tais
resultados não corroboram com os encontrados no presente estudo, possivelmente por
pertencerem a ordens de insetos distintas e/ou devido ao contato direto desses insetos com a
suspensão fúngica através da pulverização.
Sheeba et al. (2001), testando a eficácia do isolado MTCC 2028 de B. bassiana sobre
S. oryzae nas concentrações 3,2x105, 2,5x106 e 3,9x107 conídios.mL-1, estimaram o TL50 em
38,5 dias, 27 dias e 13,25 dias, respectivamente.
92
4.4 CONCLUSÕES
O produto comercial Boveril® e os isolados IBCB 66, CPATC 032 e CPATC 057 de
B. bassiana, e T9 de T. harzianum, são patogênicos a R. palmarum;
Os isolados CPATC 032 e CPATC 057 utilizados na concentração de 109
conídios.mL-1 são promissores no controle de R. palmarum;
Com base nos valores da CL50 e TL50, apenas o uso do isolado CPATC 032 apresenta-
se economicamente viável no controle de R. palmarum sob condições de laboratório.
93
REFERÊNCIAS
Almeida, A.M.B. et al. Seleção de isolados de Beauveria bassiana para o controle de
Cosmopolites sordidus (Germar, 1824) (Coleoptera: Curculionidae). Arquivos do Instituto
Biológico, v.76, n.3, p.489-493, 2009.
Alves, S.B. Fungos entomopatogênicos. In: Alves, S.B. (Ed.). Controle microbiano de
insetos. 2. ed. Piracicaba: FEALQ, 1998. n.4. p.289-382.
Alves, S.B.; Moraes, S.A. Quantificação de inóculo de patógenos de insetos. In: Alves, S.B.
(Ed.). Controle microbiano de insetos. 2. ed. Piracicaba: FEALQ, 1998. n.4. p.765-777.
Alves, R.T.; Faria, M. Pequeno manual sobre fungos entomopatogênicos. Documentos –
EMBRAPA, Planaltina, DF, Março, 2010. n.286.
Carneiro, A.A. et al. Caracterização molecular de fungos entomopatogênicos utilizados no
controle biológico de pragas do milho – Beauveria bassiana versus Spodoptera frugiperda.
Comunicado Técnico – EMBRAPA, Sete Lagoas, MG, novembro, 2004. n.93.
Costa Lima, A. Insetos do Brasil. Seropédica: Série Didática, n.9, 1952, 372p.
Dembilio, O. et al. Potential of an indigenous strain of the entomopathogenic fungus
Beauveria bassiana as a biological control agent against the Red Palm Weevil,
Rhynchophorus ferrugineus. Journal of Invertebrate Pathology, v.104, p.214-221, 2010.
Ferreira, J.M.S. Controle biológico do agente transmissor do nematoide causador do anelvermelho-do-coqueiro. Circular Técnica – EMBRAPA, Aracaju, SE, Outubro, 2002. n.31.
Giometti, F.H.C. et al. Seleção de isolados de Beauveria bassiana para o controle de adultos do
bicudo-do-algodoeiro Anthonomus grandis (Coleoptera: Curculionidae). Arquivos do
Instituto Biológico, v.77, n.1, p.167-169, 2010.
González, I. et al. Induction of chitinases and glucanases in Trichoderma spp. strains intended
for biological control. Biotecnología Aplicada, v.29, p.12-16, 2012.
Lamovšek, J.; Urek, G.; Trdan, S. Biological control of root-knot nematodes (Meloidogyne
spp.): Microbes against the Pests. Acta agriculturae Slovenica, v.101, n.2, p.263-275, 2013.
94
Lazzarini, G.M.J. Efeito da umidade sobre a germinação in vitro de Beauveria bassiana e
Metarhizium anisopliae e atividade contra Triatoma infestans. 2005. 46f. Dissertação
(Mestrado em Parasitologia), Universidade Federal de Goiás, Goiânia, 2005.
Leite, L.G. et al. Produção de fungos entomopatogênicos. Ribeirão Preto: A.S.P., 2003.
92p.
Lo Verde, G. et al. Pathogenicity bioassays of isolates of Beauveria bassiana on
Rhynchophorus ferrugineus. Pest Management Science, v.71, n.2, p.323-328, 2015.
Loureiro, E.D.; Moino Júnior, A. Patogenicidade de fungos entomopatogênicos a Orius
insidiosus (Say) (Hemiptera: Anthocoridae). BioAssay, v.2, n.10, p.1-8, 2007.
Mendonça, M.C. Contribuição ao controle biológico de Rhynchophorus palmarum atividade de voo, eficiência de autoinoculação e caracterização molecular de isolados de
Beauveria bassiana. 2007. 97f. Tese (Doutorado em Química e Biotecnologia), Universidade
Federal de Alagoas, Maceió, 2007.
Nussenbaum, A.L.; Lecuona, R.E. Selection of Beauveria bassiana sensu lato and
Metarhizium anisopliae sensu lato isolates as microbial control agents against the boll weevil
(Anthonomus grandis) in Argentina. Journal of Invertebrate Pathology, v.110, p.1-7, 2012.
OEPP. Organization Européenne et Méditerranéenne pour la Protection des Plantes.
Rhynchophorus palmarum. European and Mediterranean Plant Protection Organization.
OEPP/EPPO, Bulletin OEPP/EPPO, v.35, p.468-471, 2005.
Pedrini, N. et al. Beauveria bassiana infection alters colony development and defensive
secretions of the beetles Tribolium castaneum and Ulomoides dermestoides (Coleoptera:
Tenebrionidae). Journal of Economic Entomology, v.103, n.4, p.1094-1099, 2010.
Pinto, A.P.F. et al. Patogenicidade de Beauveria bassiana ao psilídeo Diaphorina citri
e compatibilidade do fungo com produtos fitossanitários. Pesquisa Agropecuária Brasileira,
v.47, n.12, p.1673-1680, 2012.
Pires, L.M. et al. Seleção de isolados de fungos entomopatogênicos para o controle de Tuta
absoluta (Meyrick) (Lepidoptera: Gelechiidae) e sua compatibilidade com alguns inseticidas
usados na cultura do tomateiro. Neotropical Entomology, v.39, n.6, p.977-984, 2010.
Rondelli, V.M. et al. Seleção de isolados de Beauveria bassiana potenciais para o controle da
traça-das-crucíferas. Horticultura Brasileira, v.30, n.3, p.391-396, 2012.
95
Sabbour, M.M. Preliminary investigations into the bio-control of red palm weevil
Rhynchophorus ferrugineus by using Beauveria bassiana isolates in Egypt. Emerging Issues
in the Natural and Applied Sciences, v.3, n.1, p.85-99, 2013.
Santos, P.R. Identificação de isolados de Trichoderma spp. Utilizando marcadores do tipo
RAPD e DNA Barcode. 2010. 69f. Dissertação (Mestrado em Biologia), Universidade
Federal de Goiás, Goiânia, 2010.
SAS Institute Inc. Statistical Analysis System user´s guide. SAS Institute. Version 9.0, Cary,
2002.
Shakeri, J.; Foster, H.A. Proteolytic activity and antibiotic production by Trichoderma
harzianum in relation to pathogenicity to insects. Enzyme and Microbial Technology, v.40,
p.961–968, 2007.
Sheeba, G. et al. Efficacy of Beauveria bassiana for control of the rice weevil Sitophilus
oryzae (L.) (Coleoptera: Curculionidae). Applied Entomology and Zoology, v.36, n.1,
p.117-120, 2001.
96
5 CONSIDERAÇÕES FINAIS
No presente estudo, foi possível determinar uma técnica viável de criação de R.
palmarum, visto que, as dietas artificiais desenvolvidas mostraram-se promissoras, embora
ainda não sejam ideais, necessitando de alguns ajustes para que a criação massal de R.
palmarum seja contínua em laboratório.
Com base nos dados de mortalidade confirmada, sobrevivência média, CL50 e TL50,
pode-se afirmar que o isolado CPATC 032 mostrou maior virulência sobre os adultos de R.
palmarum, ocasionando elevados índices de mortalidade em um menor período de tempo,
podendo apresentar ótimos resultados quando testados nessas condições de laboratório.
