TESE - Maria Erika.pdf
Documento PDF (953.0KB)

Exibir conteúdo Baixar

                    UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS – UFAL
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS – CECA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PROTEÇÃO DE PLANTAS

MARIA ERIKA FRANCISCA DE SÁLES OLIVEIRA

SENSIBILIDADE DE ESPÉCIES DE Colletotrichum A FUNGICIDAS E INFLUÊNCIA
DE

PERÍODOS

DE

PERMANÊNCIA

EM

CÂMARA

SEVERIDADE DA ANTRACNOSE EM ANONÁCEAS

RIO LARGO - AL
2018

ÚMIDA

SOBRE

A

MARIA ERIKA FRANCISCA DE SÁLES OLIVEIRA

SENSIBILIDADE DE ESPÉCIES DE Colletotrichum A FUNGICIDAS E INFLUÊNCIA
DE

PERÍODOS

DE

PERMANÊNCIA

EM

CÂMARA

ÚMIDA

SOBRE

A

SEVERIDADE DA ANTRACNOSE EM ANONÁCEAS

Tese de doutorado apresentada ao
Programa de Pós-Graduação em Proteção
de Plantas do Centro de Ciências Agrárias
da Universidade Federal de Alagoas como
requisito parcial para obtenção do grau de
Doutor (a) em Proteção de Plantas.
Orientadora: Prof.a Dr.a Iraíldes Pereira
Assunção.
Coorientador: Dr. Mariote dos Santos
Brito Netto.

RIO LARGO - AL
2018

MARIA ERIKA FRANCISCA DE SÁLES OLIVEIRA

SENSIBILIDADE DE ESPÉCIES DE Colletotrichum A FUNGICIDAS E INFLUÊNCIA
DE

PERÍODOS

DE

PERMANÊNCIA

EM

CÂMARA

ÚMIDA

SOBRE

A

SEVERIDADE DA ANTRACNOSE EM ANONÁCEAS
Tese de doutorado submetida ao corpo
docente do Programa de Pós-Graduação
em Proteção de Plantas, do Centro de
Ciências Agrárias da Universidade
Federal de Alagoas.

Prof.a Dr.a Iraíldes Pereira Assunção
Universidade Federal de Alagoas (Orientadora)

Banca Examinadora:

Prof.ª Dr.ª Edna Peixoto Amorim
Universidade Federal de Alagoas (Examinador Interno)

Prof. Dr. Júlio Alves Cardoso Filho
Universidade Federal de Alagoas (Examinador Interno)

Prof.ª Dr.ª Juliana Paiva Carnaúba Ramos
Instituto Federal de Alagoas (Examinador Externo)

Rio Largo - AL
2018

À DEUS
Minha eterna gratidão.
AGRADEÇO

AOS MEUS PAIS
(Aprigio da Silva Oliveira e Maria Esmeralda de Sáles Oliveira,
MEU FILHO
(Erik Noah Monteiro Sales)
e IRMÃOS
(Emanuelle de Sáles Oliveira e Emerson Wilke de Sáles Oliveira)
DEDICO

AGRADECIMENTOS

A minha família sempre presente pela educação, exemplo, confiança e amor.
A minha orientadora Profª Dra Iraíldes Pereira Assunção pelo apoio, orientação, paciência e
compreensão.
Ao meu coorientador Mariote dos Santos Brito Netto pelo apoio e orientação.
A banca examinadora por todos os ajustes, correções e ajuda.
A minha amiga Jaqueline Figueredo pela grande ajuda, apoio, amizade, compreensão e
paciência.
As minhas amigas Lauristela Hermogines, Élida Marins, Janaíne Rossane, Maria Jussara e
Jéssica pela grande ajuda nos experimentos, compreensão, amizade e alegrias.
Aos meus amigos da Pós Graduação Lindinalva, Izabel, Rubens, Jonathan, Fabiano pela
amizade, companheirismo, carinho e alegrias.
Aos meus colegas do Laboratório de Fitopatologia e Vitologia Molecular.
Ao corpo docente do Programa de Pós Graduação em Proteção de Plantas da Universidade
Federal de Alagoas.
Aos colegas e funcionários pelo apoio e incentivo.
A todos que de alguma forma colaboraram para realização desse trabalho.

“Do trabalho de tuas mãos comerás,
Feliz serás e tudo te irá bem”.
(Salmos 128:2)

RESUMO

As anonáceas possuem grande importância econômica no Brasil e no mundo, entre as
principais espécies está a pinha (Annona squamosa L.) e graviola (Annona muricata L.).
Essas frutíferas estão sujeitas a vários tipos de doenças, sendo a principal delas a antracnose,
que tem como agente causal, espécies do gênero Colletotrichum, causando perdas
significativas de até 70% da produção. O objetivo deste trabalho foi avaliar a sensibilidade in
vitro de cinco espécies de Colletotrichum a cinco fungicidas de diferentes princípios ativos e
as misturas de azoxistrobina + difenoconazole e azoxistrobina + SHAM, bem como avaliar a
germinação de esporos das espécies de Colletotrichum e também a influência dos períodos de
permanência em câmera úmida sobre a severidade da antracnose em pinha e graviola.
Isolados de espécies de Colletotrichum foram cultivados em meio BDA sintético contendo os
fungicidas (azoxistrobina, difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico, oxicloreto de
cobre e azoxistrobina + difenoconazole) nas seguintes concentrações 0.0; 0.1; 0.5; 1; 5 e 10
µg de i.a. ml-1 e azoxistrobina (10mg/ml-1) + SHAM, incubados em BOD a 25 °C no escuro.
As avaliações foram realizadas durante sete dias mediante a mensuração do crescimento
micelial. O teste de inibição da germinação de conídios foi realizado com a diluição dos
fungicidas em água destilada esterilizada (ADE), obtendo-se as concentrações de 0,1; 0,5; 1;
5; 10 µg ml-1 dos fungicidas e concentração conidial de 2 x 106 ml-1. Foram utilizados dois
períodos de permanência em câmara úmida (2 e 5 dias) em folhas de pinheira e gravioleira,
nas temperaturas de 20, 25 e 30 oC. De acordo com os resultados, foi possível observar que os
fungicidas difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico e azoxistrobina + difenoconazole
apresentaram melhores desempenhos no controle in vitro com valores de ED50 entre 0,1 a 0,75
mg/ml e inibição da germinação dos conídios das espécies de Colletotrichum, já o oxicloreto
de cobre não conseguiu controlar satisfatoriamente. O fungicida azoxistrobina associado ao
ácido salicilhidroxâmico (SHAM) inibiu totalmente o crescimento micelial das espécies de
Colletotrichum. A temperatura de 25 ºC e o período de permanência de 5 dias favoreceu o
aparecimento de sintomas de antracnose em folhas de pinha (Annona squamosa L.) e graviola
(Annona muricata L.).

Palavras chave: Annona, ácido salicilhidroxâmico, umidade.

ABSTRACT

Anonáceas have great economic importance in Brazil and in the world, among the main
species is the pine (Annona squamosa L.) and graviola (Annona muricata L.). These fruits are
subject to several types of diseases, the main one being the anthracnose, which has as causal
agent, species of the genus Colletotrichum, causing significant losses of up to 70% of the
production. The objective of this work was to evaluate the in vitro sensitivity of five species
of Colletotrichum to five fungicides of different actives principles and the mixtures of
azoxystrobin + difenoconazole and azoxystrobin + SHAM, as well as to evaluate the spore
germination of Colletotrichum species and also the influence of periods of wet camera stay on
the severity of anthracnose in pineapple and graviola. Isolates from Colletotrichum species
were grown in synthetic BDA medium containing the fungicides (azoxystrobin,
difenoconazole, tebuconazole, methyl thiophanate, copper oxychloride and azoxystrobin +
difenoconazole) in the following 0,0 concentrations; 0,1; 0,5; 1; 5 and 10 μg of i.a. ml-1 and
azoxystrobin (10mg / ml-1) + SHAM, incubated in BOD at 25 °C in the dark. The evaluations
were carried out for seven days by measuring mycelial growth. The inhibition test of conidia
germination was carried out with the dilution of fungicides in sterile distilled water (ADE),
obtaining concentrations of 0,1; 0,5; 1; 5; 10 μg ml-1 of the fungicides and conidial
concentration of 2x106 ml-1. Two periods of stay in humid chamber (2 and 5 days) were used
in pines and soursop leaves, at temperatures of 20, 25 and 30 oC. According to the results, it
was possible to observe that the fungicides difenoconazole, tebuconazole, methyl thiophanate
and azoxystrobin + difenoconazole showed better performance in the in vitro control with
ED50 values between 0,1 and 0,75 mg / ml and inhibition of conidial germination of
Colletotrichum species, copper oxychloride was not satisfactorily controlled.
. The fungicide azoxystrobin associated with salicylhydroxamic acid (SHAM) totally
inhibited the mycelial growth of Colletotrichum species. The temperature of 25ºC and the
period of stay of 5 days favored the appearance of anthracnose symptoms in leaves of
pineapple (Annona squamosa L.) and graviola (Annona muricata L).

Keywords: Annona, salicylhydroxamic acid, moisture.

LISTA DE TABELAS

Tabela. 1 - Isolados de Colletotrichum provenientes de pinha e graviola em Alagoas.

Tabela. 2 - Fungicidas utilizados e seus demais grupos químicos.

Tabela. 3 – Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum theobromicola.

Tabela. 4 – Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum fructicola.

Tabela. 5 – Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum tropicale.

Tabela. 6 - Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum siamense.

Tabela. 7- Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum karstii.

Tabela. 8 - ED50 (concentração de ingredientes ativos capazes de inibir 50% do crescimento
micelial) de diferentes espécies de Colletotrichum aos fungicidas

Tabela. 9 - Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C.
theobromicola e a concentração mínima inibitória (CMI)1.

Tabela. 10 - Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. fructicola
e a concentração mínima inibitória (CMI)1.

Tabela. 11 - Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. tropicale e
a concentração mínima inibitória (CMI)1.

Tabela. 12 - Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. siamense e
a concentração mínima inibitória (CMI)1.

Tabela. 13 - Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. karstii e a
concentração mínima inibitória (CMI)1.

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 1 - Crescimento micelial (mm) de espécies de Colletotrichum ao ácido
Salicilhidroxâmico (SHAM). Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Ctr (C.
tropicale), Cs (C. siamense) e Ck (C. karsti).

Figura 2 - Espécies de Colletotrichum em meio BDA sem adição do SHAM (azoxistrobina
10 µg ml-1) (A) e com adição do SHAM + azoxistrobina 10 µg ml-1 (B). C. theobromicola (a.1
e b.1), C. fructicola (a.2 e b.2), C.tropicale (a.3 e b.3), C. siamense (a.4 e b.4), C karstii (a.5 e
b.5).

Figura 3 – Porcentagem de germinação de conídios de espécies de Colletotrichum
submetidas a cinco concentrações dos fungicidas azoxistrobina (a), difenoconazole (b),
tebuconazole (c), tiofanato metílico (d), oxicloreto de cobre (e) e azoxistrobina +
difenoconazole (g).

Figura 4 - Avaliação da permanência em câmara úmida em folhas de pinha, após 5 dias em
diferentes temperaturas. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Ctr (C.
tropicale), Cs (C. siamense) e Ck (C. karsti).

Figura 5 - Avaliação da permanência em câmara úmida em folhas de graviola, após 5 dias em
diferentes temperaturas. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Ctr (C.
tropicale), Cs (C. siamense) e Ck (C. karsti).

Figura 6 – Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de pinha após 5
dias de inoculação na temperatura de 20 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C.
fructicola), Ctr (C. tropicale) e Cs (C. siamense).

Figura 7 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de pinha após 5
dias de inoculação na temperatura de 25 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C.
fructicola), Ctr (C. tropicale) e Cs (C. siamense).

Figura 8 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas pinha após 5 dias
de inoculação na temperatura de 30 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola),
Ctr (C. tropicale) e Cs (C. siamense).

Figura 9 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de graviola após
5 dias de inoculação na temperatura de 20 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C.
fructicola), Ctr (C. tropicale) e Cs (C. siamense).

Figura 10 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de graviola após
5 dias de inoculação na temperatura de 25 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C.
fructicola), Ctr (C. tropicale) e Cs (C. siamense).

Figura 11 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de graviola após
5 dias de inoculação na temperatura de 30 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C.
fructicola), Ctr (C. tropicale) e Cs (C. siamense).

SUMÁRIO
1. Introdução geral ....................................................................................................
2. Revisão de literatura .............................................................................................
2.1 Anonáceas ............................................................................................................
2.1.1 Pinha (Annona squamosa L.).............................................................................
2.1.2 Graviola (Annona muricata L.)..........................................................................
2.2 Importância econômica de pinha e graviola..........................................................
2.3 Antracnose em pinha e graviola.............................................................................
2.4 Controle químico da antracnose em pinha e graviola............................................
2.4.1. Azoxistrobina....................................................................................................
2.4.2 Difenoconazole...................................................................................................
2.4.3 Tebuconazole......................................................................................................
2.4.4 Tiofanato metílico...............................................................................................
2.4.5 Oxicloreto de cobre............................................................................................
2.5 Ácido salicilhidroxâmico.....................................................................................
2.6. Resistência a fungicidas......................................................................................
Referências ................................................................................................................
3. Sensibilidade de espécies de Colletotrichum a fungicidas ..................................
3.1 Introdução ...........................................................................................................
3.2Material e Métodos ..............................................................................................
3.2.1 Local do Experimento ........................................................................................
3.2.2 Obtenção dos isolados fúngicos .........................................................................
3.2.3 Avaliação da sensibilidade micelial das espécies de Colletotrichum a
fungicidas ....................................................................................................................
3.2.4 Avaliação da sensibilidade das espécies de Colletotrichum ao Ácido
Salicilhidroxâmico (SHAM) .......................................................................................
3.2.5 Efeito dos fungicidas sobre a germinação de conídios das diferentes espécies
de Colletotrichum........................................................................................................
3.3 Resultados e Discussão .......................................................................................
3.4 Conclusão ............................................................................................................
Referências ................................................................................................................
4. Influência de períodos de permanência em câmara úmida sobre a
severidade da antracnose em folhas de Annona squamosa L. e Annona muricata
L...................................................................................................................................
4.1 Introdução ...........................................................................................................
4.2 Material e Métodos .............................................................................................
4.2.1 Influência de períodos de permanência em câmara úmida sobre a severidade
da antracnose em folhas de pinha (Annona squamosa L.) e graviola (Annona
muricata L.).................................................................................................................
4.4 Resultados e Discussão........................................................................................
4.5 Conclusão ............................................................................................................
Referências ................................................................................................................

10
12
12
13
14
15
16
18
19
20
21
21
22
23
23
25
33
35
37
37
37
38
39
40
41
55
56
58
60
61
61
64
67
68

10

1. INTRODUÇÃO GERAL

As anonáceas compõem um grupo de plantas que têm se destacado em várias partes do
mundo, principalmente por produzirem frutos de grande interesse comercial. Entre os mais
destacados membros desta família, estão a graviola (Annona muricata L.), pinha (Annona
squamosa L.), fruta condessa (Annona reticulate L.), cherimoia (Annona cherimoia, Mill.) e a
atemóia (híbrido A. squamosa L. x A. cherimoia L.) (LEMOS, 2014). As espécies de
anonáceas têm despertado grande interesse no mercado internacional de frutas in natura e
processadas, bem como na produção de biocompostos de importância medicinal, alelopática
ou praguicida e em diversos setores industriais (INOUE et al., 2009; LEMOS, 2014; SILVA
et al., 2015).
Entre as anonáceas tropicais, a pinheira e a gravioleira são as mais conhecidas e a de
maior importância econômica devido aos frutos serem aromáticos, açucarados e levemente
ácidos. O teor de sólidos solúveis totais na pinheira pode ultrapassar 20º Brix, enquanto a
elevada produção de açúcares, em especial de frutose, supera a de sacarose e determina o
sabor acentuadamente doce dos frutos (ARAÚJO, 2003). A graviola está incluída no rol das
frutas tropicais brasileiras de maior aceitação comercial no mercado nacional, graças à
crescente demanda e interesse pela polpa, por parte do consumidor e das indústrias que
utilizam o fruto como matéria-prima destinada ao processamento de sucos, doces, licores,
frutas cristalizadas entre outros, sendo estas as formas mais comuns de consumo no nordeste
brasileiro (RAMOS et al.,, 2001; MANICA et al.,, 2003; LOPEZ, 2005).
A expansão do cultivo de graviola enfrenta algumas limitações de ordem agronômica
em virtude da escassez de informações técnicas sobre os tratos culturais. De modo geral, o
nível tecnológico adotado pela maioria dos produtores de graviola no Brasil é relativamente
baixo em decorrência de entraves na difusão de tecnologias adequadas, como irrigação,
adubação, poda, polinização artificial, proteção dos frutos e manejo de pragas,
comprometendo a produtividade e a qualidade dos frutos (SILVA et al., 2012).
No Brasil, a pinheira e a gravioleira ocorrem em todas as regiões, porém na região
Nordeste encontrou condições excepcionais de adaptação podendo ser cultivada em condições
de sequeiro ou sob irrigação (OLIVEIRA et al., 2005), sendo o maior produtor brasileiro
dessas culturaso estado da Bahia (LEMOS, 2014). No entanto, estas culturas estão sujeitas as
várias doenças, sendo a antracnose aquela que causa os maiores prejuízos, tendo com agente
causal espécies do gênero Colletotrichum (AMORIM, 2011).

11

As espécies de Colletotrichum incidem sobre folhas, ramos e frutos, em diversas fases
do desenvolvimento, ocasionando manchas escuras que podem coalescer. Além de reduzir a
produtividade e desqualificar comercialmente as frutas, provoca ferimentos ou lesões que
favorecem a infestação de fungos oportunistas e insetos pragas (JUNQUEIRA, JUNQUEIRA,
2014). O patógeno cresce satisfatoriamente na faixa de 20-30 °C (ZAUZA, ALFENAS,
MAFIA, 2007).
A busca de tecnologias para o aumento da produção de alimentos torna-se necessário,
devido ao aumento da população mundial. Tais tecnologias visam combater alguns fatores
que são limitantes à produção agrícola, como é o caso de doenças, pragas e plantas
espontâneas. Para o combate a doenças, os produtos químicos é a tecnologia mais usada nos
plantios comerciais (GHINI, KIMATI, 2000).
Devido à inexistência de fungicidas registrados para as anonáceas vem sendo utilizado
atualmente fungicidas que apresentam eficiência no controle da antracnose em diversas outras
culturas (JUNQUEIRA; JUNQUEIRA, 2014). Vários autores vêm utilizando fungicidas do
grupo dos benzimidazóis, estrobilurinas e triázois no controle da antracnose em anonáceas, na
cultura do pimentão (TORRES-CALZADA et al., 2015; AZEVEDO et al, 2006), milho
(BRITO et al, 2012) e manga (JUNIOR et al., 2003).
Visando direcionar o melhor manejo no controle da antracnose em anonáceas devido a
detecção de espécies de Colletotrichum resistentes a fungicidas, o objetivo deste trabalho foi
avaliar a sensibilidade in vitro de cinco espécies de Colletotrichum a cinco fungicidas de
diferentes princípios ativos e as misturas de azoxistrobina + difenoconazole e azoxistrobina +
SHAM, bem como avaliar a germinação de esporos das espécies de Colletotrichum e também
a influência dos períodos de permanência em câmera úmida sobre a severidade da antracnose
em pinha e graviola.

12

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1 Anonáceas

As anonáceas pertencem à ordem Magnoliales da família Annonaceae, sendo o maior
grupo das angiospermas, constituída por 120 gêneros, e aproximadamente 230 espécies, e a
maioria é originária de regiões tropicais e subtropicais no mundo. No Brasil, estão registrados
29 gêneros, onde 260 espécies possuem importância econômica (SOBRINHO, 2010).
Os gêneros mais importantes são: Annona, Rolliniae, Alberonoa. No gênero Rollinia,
tem-se Rollinia silvatica (araticum-do-mato), Rollinia mucosa (biribá), Rollinia escalbida
(araticum ou quaresma) e no gênero Alberonoa, Alberonoa purpuracea (marolo) e a
Alberonoa lanceolata (pindaíba) (MANICA, 1994). No gênero Annona, as principais espécies
cultivadas para comercialização, são a graviola (Annona muricata L.), pinha, ata ou fruta do
conde (Annona squamosa L.), fruta condessa (Annona reticulata L.), cherimoia (Annona
cherimoia, Mill.) e a atemóia (híbrido A. cherimoia, Mill. e A. squamosa L.), muito utilizadas
na indústria de suco e polpa e para o consumo in natura (SOBRINHO, 2010).
As espécies do gênero Annona são classificadas como árvores lenhosas de porte
arbustivo, variando de 5 a 11 m com raízes abundantes. São plantas alógamas com flores
hermafroditas apresentando dicogamia protogínica. Sua polinização é de forma natural, mas
também realizada por insetos. Seus frutos são apocárpicos baciformes, em forma de baga e
carnosos em algumas espécies, em outros são úteis como plantas ornamentais (LEON, 1987).
Segundo Hérnandez (1993), os frutos das anonáceas apresentam características comuns, são
diferentes em relação a sua forma, tamanho, cor extensa, cor interna e número de sementes.
Uma característica marcante dos indivíduos do gênero Annona é que sempre se
apresentam com cascas aromáticas, folhas alternas, inteiras e simples de nervação pinada. As
folhas não têm estípulas, mas tem ramificações dísticas, dispostas em duas fileiras sempre
dispostas em um mesmo plano. As flores estão inseridas axilarmente, nascem algumas vezes
das cicatrizes foliares na madeira mais antiga e outras vezes a partir de um broto novo de
folha (ARAUJO, 2017).
O gênero Annona possui uma grande variabilidade genética, não apenas pela grande
quantidade existente de espécies, mas pela diversidade que existe dentro de cada espécie.
Além da variabilidade existente nos centros de diversidade genética e bancos de
germoplasma, as espécies mais importantes encontram-se distribuídas em diversas regiões

13

tropicais e subtropicais, e vem passando pelo processo evolutivo e domesticação ao longo do
tempo (FERREIRA, 1997).
As anonáceas mais importantes economicamente são propagadas por sementes e
preferencialmente por enxertia, devido a uma melhor homogeneidade das espécies
(MANICA, 2003). Estudos com várias espécies de annona comprovam que as acetogeninas
presentes em partes da planta, como na folha, frutos, caule, raízes e sementes tem
propriedades medicinais, principalmente como antiparasiticos, antitumorais, antidiabeticos,
antiinflamatório e também muito eficiente no controle de insetos praga (KRINSKI et. al.,
2014; RIBEIRO et. al., 2014).
2.1.1 Pinha (Annona squamosa L.)
A pinha também chamada de ata ou fruta-do-conde tem origem na América tropical,
na Ilha de Trindade e nas Antilhas, foi introduzida no Brasil em 1926 pelo Conde de Miranda
no Estado da Bahia, onde o clima do Nordeste favoreceu o desenvolvimento dessa frutífera
(KAVATI, 1992).
Os principais países produtores são Índia, Brasil, Tailândia, Filipinas e Cuba. No
Brasil, o estado que possui maior destaque na produção da pinha é a Bahia (Presidente Dutra,
Anagé, Caraíbas) e em Minas Gerais, no município de Jaíba. Outros estados produtores são
Alagoas, Pernambuco, São Paulo e Minas Gerais (SÃO JOSÉ et al., 2014). Os produtores
despertaram um grande interesse pelo cultivo da pinha devido à fácil adaptação
edafoclimática e o elevado preço que suas frutas alcançam (OLIVEIRA et al., 2006).
A pinha é uma planta considerada de pequeno porte, apresentando 4 a 6 m de altura,
sendo bastante ramificada. Apresentam folhas lanceoladas, decíduas, de coloração verde
brilhante na parte superior e coloração verde azulada na parte inferior das folhas. Suas flores
são hermafroditas, isoladas ou em grupos de dois a quatro, surgindo na maioria em ramos de
crescimento anual. As folhas são formadas por três pétalas e três sépalas (MANICA, 2003).
Os frutos são considerados sincarpos, arredondado, esférico e ovóide. A casca possui
coloração amarelo esverdeada com textura rugosa, apresentando coloração da polpa branca a
creme, com grande quantidade de sementes. O peso médio de seus frutos é entre 200 a 400g,
sendo que a maior parte é da polpa (52,5%), casca (38,2%) e nas sementes (7,6%) (FILHO et
al., 1998). A época de maior produção da pinha acontece entre os meses de janeiro e março
(AMORIM, 2009).

14

A pinha é fonte de vitaminas B1, B2, B5 e C, proteínas e sais minerais, como o cálcio,
ferro e fósforo. Seus frutos são consumidos in natura, na forma de doces, sucos, cremes,
sorvetes, musses, etc (KIMATI, 1997). Também são recomendados para pessoas que possuem
anemia, desnutridas e com deficiência intelectual. Na medicina popular sua utilização serve
para o tratamento de câimbras, convulsões e tônico para fortalecer o intestino e o estômago e
também para evitar a desnutrição (GRENME, 2017).
A pinheira possui algumas seleções, dentre eles estão a IPA-18.2, IPA-17-2 e IPA-173 desenvolvidas por Carvalho et al., (2000). A variedade Brazilian Seedlss foi à única
desenvolvida no Brasil, mas o seu plantio não foi promissor devido a irregularidade de seus
frutos e por apresentarem problemas fitossanitários (PEREIRA, 2011). No entanto, não existe
cultivares de pinheira definidos, mas os produtores utilizam a tradicional cv “Crioula”, que é
cultivada desde o século XVII na Bahia, introduzida pelo Conde de Miranda (LEMOS, 2005).
Em Alagoas no município de Palmeira dos Índios tem utilizado uma planta mutante, com
características fisiológicas diferentes da cv. Crioula e tem sido denominada com cv
“Verdinha”, por ter como principal característica a coloração verde de suas folhas e frutos.
Essa cultivar vem sido clonada pela Universidade Federal de Alagoas desde o ano 2000
(LEMOS, 2010).

2.1.2 Graviola (Annona muricata L.)

A gravioleira também chamada de anona-de-espinho, jaca-de-pobre, jaca-do-pará,
araticum-manso, araticum-grande, coração-de-rainha, é uma planta originária da América
Central e do Norte da América do Sul, sendo disseminada por toda faixa equatorial do mundo
(CORREA, 1931).
No Brasil, foi introduzida no século XVI pelos portugueses e atualmente está
amplamente cultivada nos Estados de Alagoas, Ceará, Paraíba, Pernambuco, Pará e Minas
Gerais (LIMA, 2004), principalmente na região nordeste, tendo a Bahia como principal
produtor com mais de 1.300 ha de área plantada (VILASBOAS, 2012).
A gravioleira é uma planta de pequeno porte, apresentando altura de 3,5 à 8 m, copa
pequena, com folhas inteiras, ovaladas, oblongas ou elípticas, coriáceas, duras, de pecíolos
curtos e coloração verde escura brilhante. As flores quando estão no estádio de capulho possui
formato subgloboso ou piramidal, são hermafroditas e possuem coloração verde escura,
quando estão em fase de crescimento e coloração verde clara e perto da antese (MANICA,
2003).

15

O fruto é uma baga composta, frutos múltiplos ou sincarpo, carnoso pesando cerca de
1 kg até 10 kg, com formato elipsoidal ou ovóide (MANICA, 1997). O formato varia em
função dos óvulos que não foram fecundados. A casca é de cor verde-escura, quando os frutos
estão imaturos, e verde-clara, quando no ponto de colheita, possui espículas carnosas moles e
recurvadas (PINTO, SILVA, 1994).
A polpa apresenta coloração branca, formando gomos, sucosa, agridoce, de cheiro e
sabor muito agradáveis, contendo proteínas, gorduras, carboidratos, cálcio, fósforo, ferro e
vitaminas A, B, B1 e C. É utilizado geralmente na produção de sucos naturais ou para o
processamento industrial, na produção de refrescos, sucos concentrados, polpas congeladas,
néctares, sorvetes, geleias, cremes e bebidas lácteas (MANICA et al., 2003; LOPEZ, 2005;
CUIDAR,2016). Quando consumida ao natural, a graviola é de difícil digestão, devido à alta
porcentagem de celulose (1,8%) (ABPA, 2007, LOPEZ, 2005). Possui até 490 sementes, as
quais são obovoides, aplainadas, medem de 17 a 20 mm de comprimento e pesam de 0,57 a
0,61g, com a testa dura e de cor marrom-escura brilhante (SACRAMENTO et al., 2009).
As cultivares existentes de graviola são a Nordestina ou Crioula e a Morada. A
cultivar Nordestina possui frutos condiformes pesando em torno de 1,5 à 3,0 kg, apresentando
polpa mole e doce. Já a cultivar Morada apresenta frutos grandes, pesando em torno de 3,0 a
10 kg, possui forma redonda e condiforme, com polpa firme, sabor subácido a ácido (IPA,
2016).

2.2 Importância econômica de pinha e graviola
Os principais países produtores de anonáceas são México, Brasil, Austrália,
Venezuela, Chile, Peru e Filipinas (PEREIRA, 2011). O Brasil vem se destacando no
mercado internacional como país produtor, consumidor e exportador de frutas nativas e
principalmente tropicais. Dentre as frutas tropicais, está a pinha e a graviola, que são as mais
populares dentre as anonáceas na maioria dos Estados (LEMOS, 2014). Essas espécies
comercializadas produzem frutos aromáticos de sabor doce agradável e pouco ácido,
entretanto, esses frutos possuem limitações para a exportação, devido ao rápido
amadurecimento, tornando muito macios, sendo difíceis de manusear sem danos e
conservação bastante reduzida (MOSCA et al. 2006).
Segundo Watanabe et al., (2014), a análise do comportamento no mercado das
principais anonáceas: graviola (A. muricata) e pinha (A. squamosa) é relevante na tomada de
decisão dos produtores e comerciantes. De acordo com dados do IBGE (2009), o nordeste do

16

Brasil tem bastante destaque na produção de pinha com 94% de área plantada. A maior
produção concentra-se no Estado da Bahia, com área total de mais de 3.500ha cultivados e
produção de 20,8 mil toneladas.
Em 2008, foi criado o APL Fruticultura Pinha na região do Agreste em Alagoas. No
APL, estão cadastradas 90 famílias produtoras distribuídas nos municípios de Estrela de
Alagoas, Igaci e Palmeira dos Índios, com o objetivo de ampliar e conquistar novos mercados
para a produção da fruta em Alagoas. Esses três municípios correspondem a 90% de produção
da pinha no estado de Alagoas, que cada vez mais estão intensificando sua produtividade,
para distribuição em diversas regiões e estados (AGROLINK, 2017).

2.3 Antracnose em pinha e graviola

A antracnose ou “podridão-negra-dos-frutos” é considerada a doença mais importante
das anonáceas, chegando a provocar de 53 a 70 % de perdas de frutos quando ocorrem chuvas
prolongadas durante a floração e formação de frutos. Incide preferencialmente nos tecidos
jovens de folhas, ramos, flores e frutos (JUNQUEIRA, JUNQUEIRA, 2014).
A doença é causada por espécies do gênero Colletotrichum, sendo a fase de
germinação do patógeno responsável pelos processos infecciosos e consequente
desenvolvimento dos sintomas da antracnose em anonáceas e em outras culturas hospedeiras
de importância agrícola (FREIRE, CARDOSO, 1997).
Os sintomas de antracnose na pinheira são caracterizados, nas folhas, por manchas de
coloração pardo-escura ou preta, com o centro mais claro, de contorno irregular, distribuídas
por todo o limbo foliar. As folhas ficam deformadas e, em ataques mais severos, ocorre
desfolhamento. As lesões, inicialmente, são pequenas, mas, com o passar do tempo, podem
atingir mais de um centímetro de diâmetro. Nos ramos, são encontradas lesões alongadas,
deprimidas, que podem provocar a morte das ponteiras. Nas flores, aparecem manchas
circulares, de coloração castanho-escura, que impedem o vingamento e provocam quedas
expressivas (JUNQUEIRA, JUNQUEIRA, 2014).
Os frutos podem ser atacados em qualquer estádio de desenvolvimento. Nos frutos
jovens, ocorre escurecimento de toda a sua superfície, queda e mumificação. Em frutos
desenvolvidos, que estão iniciando o seu amadurecimento, ou nos maduros, causa uma
podridão escura de rápida evolução, inutilizando o fruto para o consumo ou para sua comercialização (JUNQUEIRA et al., 2003).

17

Na gravioleira o ataque da antracnose ocorre nas folhas, brotações novas, flores e frutos
de qualquer idade, causando a morte de ramos, enxertos, queda de frutos e flores. Os sintomas
caracterizam-se pela morte das brotações novas ou ramos ponteiros e pela formação de lesões
necróticas escuras e irregulares nas folhas e nas brotações novas. Quando as condições
climáticas são muito favoráveis, o fungo pode atacar os botões florais, frutos de qualquer
idade e até causar a morte de ramos ponteiros. Quando ataca frutos novos, estes se tornam
escuros, mumificados e permanecem na planta por algum tempo. Em mudas enxertadas, o
patógeno pode atacar o ponto de ligação enxerto/porta- enxerto, reduzindo drasticamente a
taxa de pegamento da enxertia ou provocando a morte dos enxertos (JUNQUEIRA,
JUNQUEIRA, 2014).
A infecção é favorecida por temperaturas de 25 °C, que é a ideal ao desenvolvimento do
apressório, e um período de 12 a 18 horas de umidade, promovido por chuvas de final de tarde
ou orvalho noturno. As condições climáticas ideais para o desenvolvimento da doença
ocorrem com umidade acima de 95%, presença de água livre (ROBERTS et al., 2012;
TAVARES, SOUZA, 2005; LOPEZ, 2005). Os efeitos da temperatura em relação ao diâmetro
das lesões desenvolvidas pelo hospedeiro podem variar com meio de cultura e o estádio de
desenvolvimento dos organismos (ZAUZA et al., 2007).
A disseminação da doença ocorre pela água, vento, animais, ferramentas e utensílios
agrícolas que carregam esporos e micélios presentes no solo, em restos de cultura, em ramos
secos, em pecíolos e folhas velhas até o hospedeiro (TAVARES, SOUZA, 2005; PUTZKE, J.,
PUTZKE, 2002). O fungo consegue sobreviver em frutos infectados ou mumificados por mais
de dois anos (FERRARI et al., 2011).As mudas, também, podem atuar como inoculo primário
contribuindo para a introdução da doença em novas áreas, visto que é difícil a identificação de
sintomas nesta fase (KOSOSKI et al., 2001). Sementes contaminadas também constituem um
importante meio de disseminação da doença (GUIMARÃES, 2011).
A disseminação do patógeno pode ser rápida quando não é feito um controle efetivo da
doença através da aplicação preventiva de fungicidas e remoção de folhas, flores e frutos
doentes, visando reduzir o potencial de inoculo dentro da cultura.
O vento e respingos de chuva são muito eficientes na dispersão de esporos a partir de
órgãos infectados da planta dentro da cultura (FERRARI et al.,, 2011; COLATTO, 2010).
No Brasil, a espécie Colletotrichum gloeosporioides (Penz) foi relatada como
responsável por causar antracnose em plantas de anonáceas (FREIRE, CARDOSO 1997),
assim como em outros países da América do Sul, onde há plantações comerciais de espécies
da mesma família (FREIRE, CARDOSO, 1997; ÁLVAREZ et al., 2004). Segundo

18

Villanueva-Arce et al.,(2005; 2008), foram encontrados isolados de C. fragariae e C.
gloeosporioides em frutos de cherimóia em plantações no México. Na Colômbia, C. acutatum
foi isolado de frutos de Annona muricata (ÁLVAREZ et al., 2004) e em Alagoas foram
identificadas por Costa (2014), cinco espécies de Colletotrichum causando antracnose em
folhas de graviola (A. muricata) e pinha (A. squamosa), identificadas como: C. tropicale, C.
karstii, C. siamense, C. theobromicola e C. fructicola. Sendo C. fructicola relatada pela
primeira vez no Brasil em folhas de pinheira e gravioleira (COSTA et al., 2017).

2.4 Controle químico da antracnose em pinha e graviola

O controle químico de doenças de plantas é uma medida bastante utilizada, eficaz e
necessária quando se tem cultivares susceptíveis, e também quando existem condições
favoráveis ao rápido desenvolvimento do patógeno no campo. Apesar das restrições impostas
ao uso de fungicidas no controle de doenças pelos programas de produção integrada de frutas,
nenhum outro método de controle consegue satisfazer consistentemente o mesmo nível de
prevenção desses produtos, assim os fungicidas vêm sendo muito utilizados durante e após a
colheita (ANDRIGUETO, KOSOSKI, 2003; TRIPATHI, DUBEY, 2004).
Entretanto, o controle químico não deve ser considerado como única alternativa de
controle das doenças de plantas, existem também outros tipos de controle que vem sendo
utilizado em anonáceas, que consiste na realização de podas periódicas, retirada de todos os
galhos secos e frutos mumificados das plantas que se encontram no chão da área de plantio,
queimá-los ou enterrá-los, visando diminuir a fonte de inóculo do fungo (CORDEIRO et al.,
2000).
Com à inexistência de fungicidas registrados para cultura da pinheira e gravioleira,
vem sendo utilizado atualmente fungicidas que apresentam certa eficiência no controle da
antracnose em diversas outras culturas. Em pinheira, recomenda-se realizar pulverizações
preventivas intercaladas com fungicidas à base de oxicloreto de cobre (2g/L) intercalando
com Manconzeb (2g/L) em intervalos de sete dias durante períodos de chuva, e quando
necessário entre 20 ou 30 dias nos períodos de seca. Também existem outros fungicidas
considerados eficientes, que são do grupo dos benzimidazóis, triazóis e estrobilurinas, porém,
não estão registrados junto ao Ministério da Agricultura para uso em anonáceas
(JUNQUEIRA; JUNQUEIRA, 2014).
Na gravioleira são feitas aplicações de oxicloreto de cobre a 0,15% (JUNQUEIRA et
al.,, 1996), intercalando com tebuconazole, difenoconazole ou estrobilurinas, em intervalos de

19

7 a 10 dias, durante o período chuvoso, e de 15 a 20 dias durante o período seco. A primeira
aplicação deve ser realizada após o florescimento. Aplicações com mancozeb a 0,24% e
tiofanato metílico a 0,14% também controlam bem a doença (LOPEZ, 1997; JUNQUEIRA et
al., 2003; JUNQUEIRA; JUNQUEIRA, 2014).

2.4.1. Azoxistrobina

A azoxistrobina (C22H17N3O5) é um fungicida do grupo químico das estrobilurinas, da
classe dos sistêmicos e de contato, medianamente tóxico, possui mobilidade mesosistêmica,
tendo afinidade pela superfície foliar, que pode ser absorvida pela camada de cera, formando
um reservatório na superfície do órgão suscetível ao patógeno. Este fungicida possui
características lipofílicas, cujos reservatórios se aderem fortemente a camada de cera da
cutícula, apresentando maior resistência a remoção das gotas de chuva ou irrigação, sendo
melhor absorvido que os protetores e tem como nome comercial Amistar 500 WG (REIS;
BRESÓLIN, 2007).
O grupo das estrobilurinas relativamente recente vem sendo testado no controle de
diversas doenças de plantas incluindo doenças de pós-colheita (OLIVEIRA et al, 2006). Estes
compostos fazem parte do grupo dos inibidores de quinona oxidase (QoI), cuja toxicidade
advém da inibição da cadeia respiratória ao nível do Complexo III, impedindo a cadeia
bioquímica de transferência de elétrons no sitio da mitocôndria, interferindo na respiração do
patógeno (GHINI, KIMATI, 2000; AVILA-ADAME et al., 2003; VINCELLI, 2002). No
entanto, foi observado um mecanismo de respiração alternativo de isolados fúngicos a
estrobilurinas. Esse relato indica a existência do potencial genético e bioquímico para o
desenvolvimento de uma rota alternativa de fungos a fungicidas inibidores de quinona
(MARKOGLOU et al., 2006).Vários autores utilizaram a azoxistrobina de forma eficiente no
controle da antracnose em culturas como: pimentão (AZEVEDO et al, 2006), milho (BRITO
et al, 2012) e manga (JUNIOR et al, 2003).

2.4.2 Difenoconazole

O difenoconazole (C19H17Cl2N3O3) é um fungicida do grupo químico dos triázois, da
classe dos sistêmicos, extremamente tóxico, com ação preventiva e curativa agindo também
como antiesporulante dos fungos, evitando também a penetração dos haustórios(SCORE-

20

ADAPAR; SYNGENTA, 2016). Seu modo de ação é interferindo a biossíntese de esteróis na
membrana celular (SYNGENTA, 2016).
Tem como nome comercial Score® Ec, registrado pelo Ministério da agricultura no
controle de doenças em culturas, tais como: abacate (Sphaceloma perseae; Colletotrichum
gloeosporioides), abobrinha (Sphaerotheca fuliginea), álamo (Melampsora medusae), alface
(Septoria lactucae), algodão (Ramularia aréola), alho (Alternaria porri), amendoim
(Cercospora arachidicola; Pseudocercospora personata; S. arachidis), arroz (Bipolaris
oryzae), banana (Mycosphaerella musicola; M. fijiensis), batata (Alternaria solani), berinjela
(Phoma exigua var. exigua 3), beterraba (C. beticola), café (C. coffeicola), cebola (A. porri),
cenoura (A. dauci), citros (Elsinoe australis; C. gloeosporioides), coco (Lasiodiplodia
theobromae; Bipolaris incurvata), couve-flor (A. brassicae), ervilha (Erysiphe polygoni),
feijão (Phaeoisariopsis griseola; Uromyces appendiculatus), girassol (E. cichoracearum; A.
helianthi), maçã (Venturia inaequalis; Podosphaera leucotricha; Entomosporium mespili),
mamão (Asperisporium caricae), manga (Oidium mangiferae; C. gloeosporioides; L.
theobrome), maracujá (C. gloeosporioides), melancia (Didymella bryoniae), melão (D.
bryoniae), morango (M. fragariae), pepino (S. fuliginea), pêssego (Monilinia fructicola),
pimentão (Cercospora capsici), rosa (S. pannosa; Diplocarpon rosae), soja (C. dematium;
Phomopsis sojae; Septoria glycines;

C. kikuchi; Microsphaera diffusa; Phakopsora

pachyrhizii), tomate tutorado (A. solani; S. lycopersici)e uva (Elsinoe ampelina; Uncinula
necator; Pseudocercospora vitis) (SCORE-ADAPAR, 2016).

2.4.3 Tebuconazole

O tebuconazole (C16H22CIN3O) é um fungicida do grupo dos triazóis, da classe dos
sistêmicos, medianamente tóxico, com ação preventiva e curativa, inibe a síntese de
ergosterol, substância essencial na integridade da membrana celular dos fungos, sendo um
potente indutor do sistema enzimático hepático citocromo P450 (AGROBAYER, 2017).Tem
como nome comercial Folicur 200EC, registrado pelo Ministério da agricultura para controle
em culturas, tais como: abacaxi (Fusarium subglatiuns), álamo (Melampsora medusae),
algodão (Colletotrichum gossypii var. cephalosporioides), alho (Puccinia alli, Alternaria
porri), amendoim (Cercospora arachidicola, Pseudocercospora personata), arroz (Bipolaris
oryzae, Pyricularia grisea), aveia (P. coronata var.avenae, Drechslera avenae), Banana
(Mycosphaerella musicola; M. fijiensis), batata (Alternaria solani), berinjela (A. solani),
beterraba (Cercospora beticola), cacau (Crenipellis perniciosa), café (Hemileia vastratrix,

21

Ascochytta coffeae, Phoma costaricensis, Cercospora coffeicola), cebola (A. porri), cenoura
(Alternaria dauci), cevada (P. hordei, Bipolaris sorokiniana, Blumeria graminis f. sp.
Hordei), crisântemo (P. horiana), feijão (Uromyces appendiculatus, Phaeoisariopsi griseola,
Alternaria alternata), figo (Cerotelium fici), gladíolo (Uromyces transversalis), goiaba (P.
psidii), mamão (C. gloesporioides), manga (Oidium mangiferae, C. gloesporioides), maracujá
(C. gloesporioides, Cladosporium herbarum), melancia (Sphaeroteca fuliginea, Didymella
bryoniae, C. orbiculare), melão (S. fuliginea, D. bryoniae), milho (P. polisora, P. sorghi, C.
zeae maydis), morango (M. fragariae), pepino (S. fuliginea, Leandria momordicae), pêssego
(Tranzchelia

discolor,

Monilinia

fructicola),

pimentão

(C.

melongeneae),

roseira

(Diclocarpon rosae), sorgo (C. africana), soja (Microsphaera diffusa, C. kikuchii, Septoria
glycines, Phakopsora pachyrhizi), tomate (S. lycopersici, A. solani), trigo (Blumeria graminis
f.sp. tritici, P. triticina, P. graminis, F. graminearum, Pyricularia grisea), uva (Uncinula
necator, C. gloeosporioides, P. euvitis) (FOLICUR-ADAPAR, 2017).

2.4.4 Tiofanato metílico

O tiofanato metílico (C12H14N4O4S2) é um fungicida do grupo dos benzimidazóis da
classe dos sistêmicos, extremamente tóxico, seu modo de ação atua interferindo a β-tubulina,
na formação dos microtúbulos que fazem parte do citoesqueleto, inibindo o processo de
mitose. Esse fungicida apresenta certa eficiência em uma ampla gama de fungos (ECKERT,
OGAWA, 1985; RODRIGUES, 2006).O tiofanato metílico pode ser usado tanto na parte
aérea das plantas como também no tratamento de sementes. Esse fungicida não apresenta
fitotoxidade nas plantas (MAPA, 2017). Tem como nome comercial Cercobin 700WP,
registrado pelo Ministério da agricultura para controle de várias doenças na cultura do abacaxi
(Fusarium subglutinans f. sp ananas), abóbora (Sphaerotheca fuliginea; Colletotrichum
orbiculare; Leandria momordicae), alho (C. gloeosporioides), antúrio (Botrytis cinerea),
begônia (B. cinerea), berinjela (C. gloeosporioides; Phoma exigua var. exígua; B. cinerea;
Sclerotinia sclerotiorum), café (C. gloeosporioides; P. exigua var. exígua; B.cinerea; S.
sclerotiorum), cebola (C. gloeosporioides f.sp cepae), citros (Diaporthe citri; Corticium
salmonicolor; C. gloeosporioides; Elsinoe australlis; E. fawcetti; B. cinerea; Penicillium
digitatum; P. italicum), cravo (B. cinerea), crisântemo (B. cinerea; Puccinia horiana; Oidium
chrysanthemi), feijão (S. sclerotiorum), gladíolo (B. gladiolorum), hortência (B. cinerea),
maçã (Venturia inaequalis; Cladosporium carpophilum; Podosphaera leucotricha; B.
cinerea; Monilinia fructicola; C. gloeosporioides; Neonectria galligena), mamão (O.

22

caricae), melancia (C. orbiculare; Leandria momordicae; Alternaria cucumerina; Cercospora
citrullina; Sphaerotheca fuliginea; S. sclerotiorum), melão (C. orbiculare; Leandria
momordicae; A. cucumerina; Sphaerotheca fuliginea; S. sclerotiorum), morango (B. cinerea;
Mycosphaerella fragariae; Diplocarpon earlianum; Phomopsis obscurans), orquídeas (B.
cinerea), rosa (Diplocarpon rosae; B. cinerea; S. pannosa), seringueira (Microcyclus ulei),
soja (Septoria glycines; Cercospora kikuchii, Erysiphe diffusa), tomate (Septoria lycopersici;
B. cinerea; S. sclerotiorum; Fulvia fulva) e uva (Elsinoe ampelina; Uncinula necator;B.
cinérea; Pseudocercospora vitis; C. gloeosporioides) (CERCOBIN-ADAPAR, 2016).

2.4.1.5 Oxicloreto de cobre

O oxicloreto de cobre (Cu2Cl(OH)3) é um fungicida cúprico do grupo químico
inorgânico, da classe de contato, pouco tóxico, com ação preventiva, seu modo de ação atua
inibindo a ação de enzimas (OXIQUIMICA, 2017).Tem como nome comercial Recop®,
registrado pelo Ministério da agricultura para controle de várias doenças em culturas, tais
como: abacate (Colletotrichum gloeosporioides, Pseudocercospora purpúrea), amendoim
(Cercospora arachidicola, P. personata, Sphaceloma arachidis), batata (Alternaria solani,
Phytophthora

infestans),

cacau

(Erythricium

salminicolor,

P.

palmivora,

Crinipellisperniciosa, C. coffeicola), citros (C. gloeosporioides, P. citrophthora, P.
nicotianae var. parasítica, Diaporthe citri, Elsinoe fawceti, Corticum solmonicolor, Elsinoe
australis), figo (Ceritelium fici, P. nicotianae), goiaba (Puccinia psidi), mamão (C.
gloeosporioides, Asperisporium caricae), manga (Elsinoe mangiferae), tomate (C. cocodes,
Clavibacter michiganense subsp. michiganense, Xanthomonas vesicatoria, Stemphylium
solani, A. solani, Erwinia carotovora subsp.carotovora, P. infestans), uva (Mycosphaerella
personata, Elsinoe ampelina) (RECOP, 2017).

2.5 Ácido Salicilhidroxâmico (SHAM)

O ácido salicilhidroxâmico é um agente complexante de ferro que tem a capacidade de
inibir a cadeia respiratória alternativa da enzima oxidase alternativa (AOX), encontrada nas
mitocôndrias de plantas superiores, fungos, leveduras e em protozoários, sendo responsável
pela respiração definida como insensível a antimicina A (AA) e cianeto, dois inibidores
conhecidos da cadeia clássica de transporte de elétrons (VANLERBERGHE; MCINTOSH,
1997; CAMPOS, 2014). Essa existência de uma cadeia respiratória ramificada confere aos

23

fungos uma rápida e grande plasticidade metabólica que está associada à adaptação a estresses
ambientais e proteção contra espécie reativa de oxigênio (EROs).(BUCHANAM, 2000).
A enzima AOX apresenta sensibilidade ao ácido salicilhidroxâmico (SHAM) e ao
ácido benzohidroxâmico (BHAM). A atuação dessa enzima oxidase alternativa foi encontrada
na fase biótrofica de M. perniciosa, apresentando sensibilidade ao crescimento do micélio na
presença do SHAM, inibindo o seu desenvolvimento (THOMAZELLA et al., 2012).

2.6 Resistência a fungicidas

Os fungos fitopatogênicos com o uso contínuo de fungicidas podem desenvolver
resistência aos produtos químicos devido à pressão de seleção e mutação (CULTIVAR,
2017). As mutações são causadas por eventos aleatórios conferindo o patógeno a
possibilidade de sobreviver quando a substância química está presente. Esses eventos,
mutação

e

seleção

constituem

bases

moleculares

de

resistências

em

diversos

microorganismos.
Geralmente eles podem ocorrer no gene que codifica a proteína alvo, alterando sua
forma e também no transporte das substâncias químicas (BRUNTON et al., 2012).
Resistência a fungicidas do grupo dos benzimidazóis, como o tiofanato metílico tem sido
detectada em muitas espécies de fungos. Na maioria dos casos a resistência está
correlacionada com mutação no gene da β-tubulina dos fungos, ligando-se a essa proteína na
qual irá dificultar a polimerização dos microtúbulos que formam o fuso mitótico (KENDALL
et al., 1994; WHEELER et al.,, 1995). Com isso, ocorre a resistência aos fungicidas desse
grupo químico, resultando numa alta pressão de seleção devido ao seu uso intensivo.
Os fungicidas do grupo das estrobilurinas conhecida como fungicidas inibidores de
quinona oxidase ou fungicidas (IQo) (PARREIRA et al., 2009), também possuem ação
específica sobre o patógeno e apresentam alto risco de resistência. As estrobilurinas
interferem na respiração mitocondrial, atuando no sítio Qo, bloqueiando a transferência de
elétrons pelo complexo citocromo (bc1) (GHINI; KIMATI, 2000). Já os fungicidas do grupo
dos triázois também chamandos de fugicidas DMI (inibidores da dimetilação), podem ativar
um número diferente de mecanismos de resistência, não relacionados entre si, podendo agir
simultaneamente e ainda de modo sinérgico, esse grupo químico se caracteriza por inibir a
biossíntese de ergosterol, importante componente da membrana celular dos fungos sensíveis,
que são caracterizados por atuar primariamente na demetilação do C-14 (BRENT, 1995).

24

REFERÊNCIAS
AGROBAYER. Produtos: Tebuconazole. Disponível em:
<https://www.agro.bayer.com.br/produtos/nativo> Acesso: 12/06/2017.

AGROLINK. Apl da pinha. Dísponivel em:
https://www.agrolink.com.br/noticias/fruticultura-no-agreste-investe-na-producaointegrada_119568.html Acesso em 10/05/2017.

ÁLVAREZ, E., OSPINA, C. A., MEJÍA, J. F., LLANO, G. A. Caracterización morfológica,
patogénica y genética del agente causal de la antracnosis (Colletotrichum gloeosporioides) em
guanábana (Annona muricata) en el Valle del Cauca. Fitopatologia Colombiana. v. 28, p. 18, 2004.
AMORIM, M. Disponível em:<http://www.agricultura.al.gov.br/sala-deimprensa/noticias/2009/produtores-de-pinha-ganham-novo-impulso-em-alagoas> 2009.
Acesso em: 20 de abril 2016.

ANDRIGUETO, J. R.; KOSOSKI, A. R. Programa de desenvolvimento da fruticultura
brasileira e a inserção da produção integrada nos mercados nacional e internacional. In:
ZAMBOLIM, L. Manejo Integrado: produção integrada de fruteiras tropicais: doenças e
pragas. Viçosa: UFV, p. 1-6, 2003.

AMORIM, L. et al., Doenças das plantas cultivadas. Manual de fitopatologia, v.2, 4. ed.
Agronômica Ceres, Piracicaba 2011.

ARAÚJO, J. F. A cultura da pinha. Salvador: Egba. 79 p. 2003.

ARAÚJO, M. Disponível em: <http://www.infoescola.com/plantas/família_annonaceae/>
Acesso em: 15 de agosto 2017.

AVILA-ADAME et al, Characterization of spontaneus mutants of Magnoporthe grisea
expressing stable resistance to the Qo-inhibiting fungicide azoxistrobine. Current Genetics, v.
69, pgs 130, 2003.

AZEVEDO, C. P. et al., Recomendações de manejo da antracnose do pimentão e das
pimentas. EMBRAPA: Comunicado Técnico, Brasilia-DF, 2006, ISSN 1414-9850.

25

BRENT, K. J. Fungicide resistance in crop pathogens: how can it be managed Brussels:
GIFAP, 1995. 48 p. (FRAC Monograph, n.1).

BRITO, C. H. et al.,Controle Químico de Antracnose Foliar na Cultura do Milho. XXIX
Congresso Nacional de milho e sorgo, Águas de Lindóia, p. 695-698, 26 a 30 de agosto 2012.

BUCHANAN, G. J. Biochemistry & Molecular Biology of Plants p. 696-705. 2000

CARDOSO, J.E.; FREIRE, F.C.O. Doenças de fruteiras tropicais exóticas. Summa
Phytopathologica. Jaguariúna, v. 25, n. 1, 1999, p. 65-70.

CARDOSO, J.E.; FREIRE, F.C.O. Doenças das anonáceas. In: FREIRE, F.C.O. et al.,(Ed.).
Doenças de fruteiras tropicais de interesse agroindustrial. Brasília: Embrapa
InformaçãoTecnológica, 2003. p.145-189.

CERCOBIM- ADAPAR. Disponível em:
<http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Fungicidas/cercobin700wp.pdf>
Acesso em: 15 de abril 2016.

COLATTO, U. L. D. Reação de progênies de maracujazeiro azedo à antracnose
(Colletotrichum gloeosporioides), à verrugose (Cladosporium herbarum) e à bacteriose
(Xanthomonas axonopodis pv. passiflorae). Dissertação (Mestrado em Agronomia) Universidade de Brasília/Faculdade de Agronomia e Medicina Veterinária, Brasília, 2010.

CORDEIRO, M.C.R. O cultivo da pinha, fruta-do-conde ou ata no Brasil. Planaltina:
Embrapa Cerrados. ISSN 1517-0187. 2000.

CORREA, M. P. Dicionário das plantas úteis do Brasil. Rio de Janeiro. Serviço de
Informação Agrícola, 1931. V.2, p 484-488.

CORREIA, K.C.; MARTINS, R.B.; CÂMARA, M.P.S.; MICHEREFF, S.J. Escala
diagramática para avaliação da severidade da antracnose em pinha. Ciência Rural. Santa
Maria, v.41, n.1, p.1-4, 2011.

COSTA, J. F. O. Caracterização e epidemiologia comparativa de espécies de Colletotrichum
em anonáceas no Estado de Alagoas (Tese de doutorado). Universidade Federal de Alagoas,
Maceió-Al. 110 p. 2014.

26

COSTA J.F.O et al. First Report of Colletotrichum fructicola Causing Anthracnose on
Annona Leaves in Brazil. Plant Disease. 2:101. 2017

CUIDAR. Disponívelem: <http://www.cuidar.com.br/graviola>Acesso em: 15 de março
2016.

ECKERT, J. W.; OGAWA, J. M. The chemical control of postharvest diseases: subtropical
and tropical fruits. Annual Review of Phytopathology, Palo Alto, v.23, 1985, p. 421-454.

FARR & ROSSMAN, SBML Systematic Botany of Mycological Resources. Disponível
em: Acesso em: 18 de abril de 2016.

FREIRE, F. das C. O.; CARDOSO, J. E. Doenças das anonáceas. In: JOSÉ, A. R.; VILAS
BOAS, I.; MORAIS, O. M.; REBOUÇAS, T. N. H. (eds.). Anonáceas: produção e mercado
(pinha, graviola, atemóia e cherimóia). Vitória da conquista: Universidade Estadual do
Sudeste da Bahia, p. 196-213, 1997.

FERREIRA, F. R. Germoplasma de Anonáceas. In: São José, A.R., et al.,Anonáceas,
produção e mercado (Pinha, graviola, atemóia e cherimólia). Vitória da Conquista (BA):
DFZ/UESB, 1997, p.36-41.

FERRARI, J.T. et al.,Antracnose associada às fruteiras. 2011. Disponível em:
<http://www.infobibos.com/Artigos/2011_4/antracnose/index.htm>. Acesso em: 29 setembro,
2014.

FLORES - FLORES, R. F. et al.,Identification of Fungal Species Associated with Cladode
Spot of Prickly Pear and Their Sensitivity to Chitosan. Journal of Phytopathololy, v. 161, p.
544–552, 2013.

FOLICUR-ADAPAR. Disponível em :
<http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Fungicidas/folicur200ec.pdf>.
Acesso em: 20 de abril de 2017.

GHINI, R.; KIMATI, H. Resistência de fungos a fungicidas. 1ª edição. Jaguariúna: Embrapa
Meio Ambiente. 78p. 2000.

GUIMARÃES, G. R. Diversidade e caracterização morfocultural, biológica, bioquímica e
molecular de isolados de Colletotrichum spp. Monografia (Especialização)-Instituto Federal
de Educação Ciência e Tecnologia Goiano, Urutaí, 2011.

27

GHINI, R.; KIMATI, H. Resistência de fungos a fungicidas. Jaguariúna: Embrapa Meio
Ambiente, 2000. 78p.

GRENME.Fruta do conde: a fruta da saúde e da juventude. Disponível em:
<https://www.greenme.com.br/usos-beneficios/4048-fruta-do-conde-saude-juventude>
Acesso em: 08 de agosto de 2017.

HERNÁNDEZ, L.V. La reproducción sexual y multiplicación vegetativa de la
annonaceas.Xalapa: Universidad Veracruzana. 1993, 35p.

IBGE- Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. Censo Agropecuário. Rio de Janeiro,
2009, 777p.

INOUE, K. et al., Cytological evaluation of the effect of azoxystrobin and alternative oxidase
inhibitors in Botrytis cinerea. FEMS Microbiol Lett. p. 83-90, 2012.

IPA. Disponível em: <http://www.ipa.br/resp21.php>. Acesso em: 05 de abril 2016.

JUNIOR, R. S. et al.,Utilização de azoxistrobina no controle da antracnose da mangueira.
Fitopatologia Brasileira, p. 193-196. 2004.

JUNQUEIRA, N. T. V. et al.,Graviola pra exportação: aspectos técnicos da produção.
Barasília-DF, EMBRAPA-SPI, 67p., 1996.

JUNQUEIRA, N. T. V. et al., Controle das doenças da gravioleira. In: ZAMBOLIM, L. et
al.,Controle de doenças de plantas frutíferas. Viçosa: Universidade Federal de Viçosa, v.1,
p. 405-444, 2002.

JUNQUEIRA, N. T. V. et al.,Frutas Anonáceas: Ata ou pinha, atemóia, cherimólia e
graviola. Tecnologia de produção, pós-colheita, mercado. Porto Alegre: Cinco Continentes, p.
387-440, 2003.

JUNQUEIRA, N. T. V.; JUNQUEIRA, K. P. Principais doenças de anonáceas do Brasil:
Descrição e Controle.Palestra Anonáceas - V Congresso Internacional & Encontro Brasileiro
sobre Annonaceae: do gene à exportação (19 a 23 de agosto de 2013). Botucatu-SP.v. 36,
edição especial, e. p. 055-064. 2014.

28

KIMATI, H. et al.,Manual de Fitopatologia: doenças das plantas cultivadas. São Paulo:
Ceres, 1997.

KAVATI, R. O cultivo a atemóia. In: DONADIO, L. C.; MARTINS, A. B. G.; VALENTE, J.
P. Ed., Fruticultura tropical. Jaboticabal: FUNEP/FCAV/UNESP. P. 39-70. 1992.

KENDALL, S. et al., Characterization of benzimidazole-resistant strains ofRhynchosporium
secalis. Pesticide Science, v.40, p.175-181, 1994

KOSOSKI, R.M.et al., Efeito de fungicidas em Colletotrichum acutatum e controle da
antracnose do morangueiro. Fitopatologia Brasileira. v. 26, p. 662-666, 2001.

KRINSKI, D.; MASSAROLI, A.; MACHADO, M. Potencial inseticida de plantas da
família annonaceae. V Congresso Internacional & Encontro Brasileiro sobre
Annonaceae: do gene à exportação, v. 36, p. 225-242, 2014.

LEMOS, E. E. P. et al., Produção de porta-enxertos em tubetes e enxertia precoce de pinheira
(Anonna squamosa). Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal-SP, v. 32, n. 3,
setembro 2010, p. 865-873. 2010.

LEMOS, E. E.P. A produção de anonáceas no Brasil. v.36, In: Palestra anonáceas – V
Congresso Internacional e Encontro Brasileiro sobre Annonaceae: do gene a exportação.
Botucatu-SP. v.36, edição especial, e., janeiro 2014, p 77-85. 2014.

LÉON, J. Botanica de los cultivos tropicales. San José. IICA. 1987, p 425-431.

LIMA, M. A. C. de. O cultivo da gravioleira. Revista Brasileira de Fruticultura,
Jaboticabal, v.26, n. 3, 2004.

LOPEZ, A. M. Q. Doenças de anonáceas e do urucuzeiro. In: KIMATI, H. et al.,Manual de
Fitopatologia: doenças das plantas cultivadas. São Paulo: Ceres, p. 78-84, 1997.

LOPEZ, A. M. Q. Doenças das anonáceas e do urucuzeiro. p. 73-77. In: KIATI, H.;
AMORIM, L.; REZENDE, J. A. M.; BERGAMIN FILHO, A.; CAMARGO, L. E. A. (eds.),
Manual de Fitopatologia. v.2, Doenças das plantas cultivadas, 4ª ed. São Paulo: Agronômica
Ceres, 663p., 2005.

MANICA, I.Taxonomia ou sistemática, morfologia e anatomia. In: MANICA, I.
Fruticultura: cultivo das anonáceas. Porto Alegre: EVANGRAF. 1994, p. 3-11.

29

MANICA, I. et al.,Frutas Anonáceas (ata ou pinha, atemóia, cherimólia e graviola).
Tecnologia de produçã, pós-colheita, mercado. Cinco Continentes Editora, 2003, 596p.

MANICA, I. Taxonomia, morfologia e anatomia. In: JOSÉ, A. R.; SOUZA, I. V. B.,
MORAIS, O. M., REBOUÇAS, T. N. H. Anonáceas: produção e mercado. Vitória da
Conquista: UESB, p. 20-35. 1997.

MAPA. Relatório de produtos formulados. Disponível
em:<http://bi.agricultura.gov.br/reports/rwservlet?agrofit_cons&produtos.rdf&p_id_produto_
formulado_tecnico=9211&p_origem_report=WEB&paramform=no> Acesso em: 14/05/2017.

MCKINNEY, R.H. Influence of soil temperature and moisture on infection of wheat
seedlings by Helminthosporium sativum. Journal of Agricultural Researh, Washington,
v.26, n.5, p.195-218, 1923

MENEZES, M. Aspectos biológicos e taxonômicos de espécies do gênero Colletotrichum.
Anais da Academia Pernambucana de Ciência Agronômica, Recife, v.3, 2006, p.170-179.

MOSCA, J. L.; CAVALCANTE, C. E. B.; DANTAS, T. M. Características botânicas das
principais anonáceas e aspectos fisiológicos da maturação. Embrapa Agroindútria tropica.
Forataleza-CE, 2006. ISSN 1677- 19215.

OLIVEIRA, S. M. A. et al.,Patologia pós – colheita. Frutas, Olerícolas e Oranamentais
tropicais. Embrapa Informação Tecnológica, Brasília-DF, p. 855, 2006.

OXIQUIMICA. Disponível em:
http://www.oxiquimica.ind.br/arquivos/produtos.aspx?hl=1&id=1 Acesso em: 23/06/2017.

PARREIRA, D.F. et al., Resistência de fungos a fungicidasinibidores de quinona. Revista
Trópica – Ciências Agrárias e Biológicas,São Luís, v.3, n.2, p.24-34, 2009.

PINTO, A. C. Q., SILVA, E. M. Graviola para exportação: aspectos técnicos da produção.
Brasília: EMBRAPA-SPI, (Série Publicações Técnicas FRUPEX; 7). 41p, 1994.

PUTZKE, J., PUTZKE, M. T. L. Os Reinos dos Fungos. 2. ed. Santa Cruz do Sul: Edunisc.
491 p. 2002.

30

RAMOS, V. H. V. et al.,Graviola: produção: aspectos técnicos. Brasília: EMBRAPA
Informação Tecnológica, p. 9, 2001.
REIS, E.M.Considerações sobre a aplicação de fungicidas baseadas no estádio fenológico da
planta. Disponível em: http://www.cultivares.com.br/noticias/index.php?c=8186 Acesso em:
15/07/2017.

REIS, E. M.; BRESÓLIS, A. C. R. Fungicidas: aspectos gerais. Revista Plantio Direto,
edição 97, Aldeia Norte Editora, Passo Fundo, RS. janeiro/fevereiro 2007.

ROBERTS, P. D.; PERNEZNY, K. L.; KUCHAREK, T. A. Anthracnose on pepper in
Florida.Electronic Data Information Source - Florida Cooperative Extension Publications:
Universidade da Flórida, Gainesville, 2012.

SÃOJOSÉ, A.R. Aspectos generales de las anonáceas em Brasil. In:CONGRESSO
INTERNACIONAL DE ANONÁCEAS, 1. Chapingo. Memorias...Chapingo: Universidad
Autônoma Chapingo, p. 92-103, 1997.

SCORE-ADAPAR. Disponível em:
<http://www.adapar.pr.gov.br/arquivos/File/defis/DFI/Bulas/Fungicidas/score.pdf>Acesso
em: 15 de abril 2016.

SILVA, A. Quem é quem na família das Anonáceas. Pesquisa e Tecnologia. V.4, n.1. ISSN
2316-5146. 2007.

SILVA, D.N. et al., Application of the Apn2/MAT locus to improve the systematics of the
Colletotrichum gloeosporioides complex: an example from coffee (Coffea spp.) hosts.
Mycologia. v.104, p. 396-409. 2012.

SILVA et al., Prospecção científica de espécies do gênero annona (annonaceae) com atividade
antinociceptiva e anti-inflamatória. Revista Geintec, Innovation, Technology and
Management Journal. v.5.n.3. ISSN:2237-0722. 2015.

SOBRINHO, R. B. Potencial de exploração de anonáceas no Nordeste do Brasil. In: Semana
da Fruticultura, Floricultura e Agroindústria, 17. 2010, Fortaleza. Anais... Fortaleza: Embrapa
Agroindústria Tropical, 2010.

SYNGENTA. Disponível em:
http://www3.syngenta.com/country/eg/en/cropprptection/ourproducts/fungicides/Pages/Score
250EC.aspxAcesso em: 15 de abril 2016.

31

TAVARES, G. M., SOUZA, P. E. de. Efeito de fungicidas no controle in vitro de
Colletotrichum gloeosporioides, agente etiológico da antracnose do mamoeiro (Carica
papaya L.). Ciência e Agrotécnica. Lavras, v. 29, n. 1, p. 52-59, jan/fev. 2005.

THOMAZELLA, P.P. et al., The hemibiotrophic 31WW31S pathogen Moniliophthora
perniciosadepends on a mitochondrial alternative oxidase for biotrophic development. New
Phytol. 1941025-1034. 10.1111/J.1469-8137. 2012. 04119x. Em março de 2012.

TORRES-CALZADA, C. et al., Sensitivity of Colletotrichum truncatum to four fungicides
and characterization of thiabendazole-resistant isolates. Plant disease 99: 1590-1595. 2015.

VANLERBERGHE, G.C.; MCINTOSH, L. Alternative oxidase: from gene to function.
Annual review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. V.38, p.703-734, 1997.

VILASBOAS, F. S. Polinização e Proteção de frutos de gravioleira no estado da Bahia.
(Dissertação de mestrado), Vitória da Conquista, 2012, 63 pg.

VILLANUEVA-ARCE, R. et al., Characterización e identificación de Colletotrichum
fragariae en frutos de chirimoya. Agrociência. v.39, p. 93-106, 2005.

WHEELER, I.E. et al.,Using allele-specific oligonucleotide probes tocharacterize
benzimidazole resistance in Rhynchosporium secalis. Pesticide Science, v.43, p.201-209.

32

3. SENSIBILIDADE DE ESPÉCIES DE Colletotrichum A FUNGICIDAS

RESUMO
A antracnose, causada por espécies do gênero Colletotrichum é a doença mais frequente em
anonáceas e a principalmente em pinha (Annona squamosa) e graviola (Annona muricata).
Embora não existam fungicidas registrados para estas culturas, tem sido verificado o uso
destes, no manejo da antracnose, especialmente, do grupo das estrobilurinas. O objetivo deste
trabalho foi avaliar a sensibilidade in vitro de cinco espécies de Colletotrichum a cinco
fungicidas de diferentes princípios ativo e as misturas de azoxistrobina + difenoconazole e
azoxistrobina + SHAM, bem como avaliar a germinação de esporos das espécies de
Colletotrichum. Os isolados foram cultivados em meio BDA sintético contendo os fungicidas
azoxistrobina, difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico, oxicloreto de cobre e
azoxistrobina + difenoconazole nas concentrações de 0; 0.1; 0.5; 1; 5 e 10 µg de i.a. ml-1e
azoxistrobina (10µg/ml) + SHAM, incubados em BOD a 25 °C no escuro. Foi avaliado o
cálculo da ED50 (concentração de ingrediente ativo capaz de inibir 50% do crescimento
micelial) e a concentração mínima inibitória (CMI). As avaliações foram realizadas durante 7
dias, através do diâmetro da colônia. O índice de crescimento micelial (ICM) foi submetido à
análise de variância (ANOVA). As avaliações foram realizadas durante sete dias mediante a
mensuração do crescimento micelial.O teste de inibição da germinação de conídios foi
realizado com a diluição dos fungicidas em água destilada esterilizada (ADE), obtendo-se as
concentrações de 0,1; 0,5; 1; 5; 10 µg ml-1 dos fungicidas e concentração conidial de 2x106
ml-1. Os fungicidas difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico e azoxistrobina +
difenoconazole apresentaram melhores desempenho no controle in vitro, com valores da ED50
entre 0,1 a 0,75 µg/ml e inibição na germinação dos conídios das espécies de Colletotrichu, já
o oxicloreto de cobre não conseguiu controlar satisfatoriamente. O fungicida azoxistrobina
associado ao ácido salicilhidroxâmico (SHAM) inibiu totalmente o crescimento micelial das
espécies de Colletotrichum.

Palavras chave: Antracnose; Annona squamosa; Controle Químico.

33

ABSTRAT

Anthracnose caused by species of the genus Colletotrichum is the most frequent disease in
annonaceae and the main one in pine cone (Annona squamosa) and graviola (Annona
muricata). Although there are no fungicides registered for these crops, their use has been
verified in the management of anthracnose, especially the strobirulin group. The objective of
this work was to evaluate the in vitro sensitivity of five species of Colletotrichum to five
fungicides of different active principles and the mixtures of azoxystrobin + difenoconazole
and azoxystrobin + SHAM, as well as to evaluate the spore germination of Colletotrichum
species. The isolates were cultivated in synthetic BDA medium containing the fungicides
azoxystrobin, difenoconazole, tebuconazole, methyl thiophanate, copper oxychloride and
azoxystrobin + diphenoconazole at concentrations of 0; 0,1; 0,5; 1; 5 and 10 μg of a.i. ml-1
and azoxystrobin (10 μg / ml) + SHAM, incubated in BOD at 25 °C in the dark. The ED50
(active ingredient concentration capable of inhibiting 50% of mycelial growth) and minimum
inhibitory concentration (MIC) was evaluated. Evaluations were performed for 7 days,
through the colony diameter. The mycelial growth index (ICM) was submitted to analysis of
variance (ANOVA). The evaluations were carried out for seven days by measuring mycelial
growth. The inhibition test of conidia germination was carried out with the dilution of
fungicides in sterile distilled water (ADE), obtaining concentrations of 0,1; 0,5; 1; 5; 10 μg
ml-1 of the fungicides and conidial concentration of 2x106 ml-1. The fungicides
difenoconazole, tebuconazole, methyl thiophanate and azoxystrobin + diphenoconazole
showed better performance in the in vitro control, with ED50 values between 0,1 and 0,75 μg /
ml and inhibition on the germination of the conidia of Colletotrichum species, copper
oxychloride was not satisfactorily controlled. The fungicide azoxystrobin associated with
salicylhydroxamic acid (SHAM) totally inhibited the mycelial growth of Colletotrichum
species.

Keywords: Anthracnose; Annona squamosa; Chemical Control.

34

3.1 INTRODUÇÃO

No manejo de doenças o controle químico é o método mais utilizado para diversos
problemas fitossanitários dentre eles a antracnose, previnindo e controlando o seu
desenvolvimento. Os fungicidas apresentam resultados rápidos, facilidade na aplicação, por
isso sua utilização esta cada vez mais difundida, sendo considerado de grande importância na
proteção de cultivos agrícolas, evitando danos ocasionados por diversos fitopatógenos. Sem a
utilização dos fungicidas, poderia ocorrer uma redução de mais de 7,3% (estimativa mundial)
na produção vegetal (MENTEN, BANZATO, 2016).
Os fungicidas geralmente são classificados pela natureza química e pelo seu modo de
ação, podendo ser protetores, curativos, sistêmicos e mesostêmicos (KIMATI, 2011). Os
fungicidas protetores são considerados efetivos quando aplicados antes da penetração do
patógeno no tecido do hospedeiro, formando uma barreira que impede a sua penetração,
inibindo a germinação dos esporos. Fungicidas sistêmicos são absorvidos pela planta e
translocados para outras partes inibindo a proliferação do patógeno (BARRETO, 2014). Já os
fungicidas mesostêmicos são aqueles que se movem a curta distância na folha, penetrando
somente na cutícula permanecendo nela (SANTI, 2014).
Alguns métodos convencionais são utilizados para o monitoramento da resistência,
visando avaliar o nível de sensibilidade micelial de espécies fúngicas em relação a fungicidas,
podendo ser quantificados por curvas de dose-resposta com diferentes concentrações de
fungicidas, estimando a concentração capaz de inibir 50% do crescimento micelial ou
germinação de esporos (EC50), e a concentração mínima inibitória (CMI) que avalia a inibição
de 100% do crescimento dos isolados sensíveis separando dos resistentes (ANGELINE et al.,
2015; LINCHTEMBERG et al., 2016). Os parâmetros da EC50 e CMI podem ser avaliados
pelo diâmetro da colônia e germinação dos esporos, isso irá depender do modo de ação dos
fungicidas utilizados.
Os fungicidas do grupo das estrobirulinas, benzimidázois e triázois são bastante
utilizados na agricultura. O uso desses grupos de fungicidas tem sido aumentado pela
eficiência no controle de diversas doenças que ocasionam manchas foliares, como antracnose,
míldios, oídios e ferrugens (BALARDIN, 2002; VENÂNCIO et al., 2004; FAGAN
2007).Portanto, oobjetivo deste trabalho foi avaliar a sensibilidade in vitro de cinco espécies
de Colletotrichum a cinco fungicidas de diferentes princípios ativo e as misturas de

35

azoxistrobina + difenoconazole e azoxistrobina + SHAM, bem como avaliar a germinação de
esporos das espécies de Colletotrichum.

36

3.2 METODOLOGIA
3.2.1 Local do Experimento

Os experimentos foram conduzidos no Laboratório de Fitopatologia e Virologia
Molecular do Centro de Ciências Agrárias (CECA) da Universidade Federal de Alagoas
(UFAL), localizado no município de Rio Largo-AL.

3.2.2 Obtenção dos isolados fúngicos

Os isolados de Colletotrichum provenientes de pinha e graviola foram obtidos da
Coleção de Culturas de Fungos Fitopatogênicos da Universidade Federal de Alagoas
(COUFAL).
Os isolados utilizados nos experimentos foram caracterizados por inferência Bayseana
baseados nas análises multilocus da região do espaço interno transcrito (ITS) e nas sequências
parciais dos gene gliceraldeido-3-fosfato-desidrogenase (GAPDH), chitinsynthase (CHS), β –
tubulina (TUB2) (COSTA, 2014) (Tabela 1).
Foi realizado um pré-teste no Laboratório de Fitopatologia e Virologia Molecular do
Centro de Ciências Agrárias (CECA) para escolha dos isolados de cada espécie de
Colletotrichum que apresentaram melhor crescimento micelial.

Tabela.1 - Isolados de Colletotrichum provenientes de pinha e graviola em Alagoas.

Identificação

Espécie

Município

G1A

Colletotrichum theobromicola

Arapiraca-AL

P16P

C. fructicola

Palmeira dos Índios-AL

G5M

C. tropicale

Maceió-AL

P7M

C. siamense

Maceió-AL

P5M

C. karstii

Maceió-AL

37

3.2.3 Avaliação da sensibilidade micelial das espécies de Colletotrichum a fungicidas

A sensibilidade das espécies de Colletotrichum a fungicidas foi determinada utilizando
as formulações comerciais da tabela 2 e uma mistura do fungicida azoxistrobina +
difenoconazole:
Tabela. 2 - Fungicidas utilizados e demais grupos químicos.

Nome comercial

Grupo químico

Azoxistrobina

Amistar

Estrobirulina

Difenoconazole

Score

Triazol

Sistêmico

250g/L-1

Tebuconazole

Folicur

Triazol

Sistêmico

200g/L-1

Tiofanato metílico

Cercobin

Benzimidazol

Sistêmico

700g Kg-1

Inorgânico

Protetor

840g/Kg-1

Oxicloreto de Cobre Recop
1
Concentração do ingrediente ativo

Tipo
Sistêmico

CIA1

Ingrediente Ativo

500g/Kg-1

Os fungicidas azoxistrobina, difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico,
oxicloreto de cobre e a mistura de azoxistrobina + difenoconazole foram dissolvidos no
solvente dimetilsulfóxido (DMSO) e adicionados ao meio de cultura de batata dextrose
(BDA) fundente (45°C), para alcançar as concentrações de 0.1 µg de i.a. ml-1; 0.5 µg de i.a.
ml-1, 1 µg de i.a. ml-1; 5 µg de i.a. ml-1 e 10 µg de i.a. ml-1.Em todas as concentrações,
incluindo a testemunha, a concentração final do DMSO no meio de cultura foi de 0.1% (v/v).
Discos de micélio (5 mm diâmetro) de cada isolado foram removidos da margem de colônia
com 7 dias de crescimento em meio BDA e depositados em meio BDA sintético
suplementado com os fungicidas. Para testemunha, foi utilizado placas de Petri contendo meio
de cultura BDA sintético suplementado com DMSO onde foram depositados discos de
micélio do patógeno.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado com 150 tratamentos em
arranjo fatorial triplo, com cinco placas (repetições) por combinação de 5 espécies de
Colletotrichum x 6 fungicidas x 5 concentrações e cinco repetições por tratamento. As
avaliações foram realizadas através do crescimento micelial em dois sentidos,
perpendicularmente, durante 7 dias. As placas foram incubadas em estufa Biochemistry
Oxigen Demand (BOD) a 25 °C no escuro. O índice de crescimento micelial (ICM) foi

38

calculado e os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA) (p<0,05) e, quando
significativos,

a

análise

de

regressão.

O

ICM

foi

determinado

pela

fórmula

ICM=[(C1/N1)+(C2/N2)+...+(Cn/Nn)], sendo: ICM= índice de crescimento micelial; C1, C2,
Cn=crescimento micelial do fungo na primeira, segunda e última avaliação; N1, N2,
Nn=número de dias após a inoculação.
Além disso, foi calculado a ED50 (concentração de ingredientes ativos capazes de
inibir 50% do crescimento micelial) e a concentração mínima inibitória (CMI), ou seja,
intervalo entre concentrações dos fungicidas capazes de inibir totalmente o crescimento
micelial do fungo, dada pela fórmula: % inibição = {[(cresc. Da testemunha – cresc.do
tratamento)/cresc. Testemunha] x 100}. Após o cálculo da ED50, as espécies de
Colletotrichum foram classificadas em quatro categorias de sensibilidade, de acordo com a
escala de Edgington et al.,(1971), em que: ED50: <10 µg ml-1: alta sensibilidade (AS); ED50:
10-100 µg ml-1: moderada sensibilidade (MS); ED50: 100-500 µg ml-1: insensibilidade (I).

3.2.4 Avaliação da sensibilidade das espécies de Colletotrichum ao Ácido Salicilhidroxâmico
(SHAM)

O teste de sensibilidade in vitro das espécies de Colletotrichum à azoxistrobina
(Amistar 500 WG, 500 g kg-1 i.a. Syngenta, São Paulo, SP, Brasil) com e sem a presença
do ácido salicilhidroxâmico (SHAM), foi avaliado da seguinte forma: o fungicida foi
dissolvido em DMSO para alcançar a concentração de 10 µg de i.a. ml-1 e o SHAM foi
dissolvido em DMSO para atingir uma concentração final de 100 µg i.a. ml-1, ambos foram
adicionados ao meio BDA fundente (45°C). Em todas as concentrações, incluindo a
testemunha, a concentração final do DMSO no meio de cultura foi de 0.1% (v/v).
Discos de micélio (5 mm diâmetro) de cada isolado foram removidos da margem das
colônias com 7 dias de crescimento em meio BDA e depositados em meio BDA sintético
suplementado com fungicida e o SHAM. Para as testemunhas foram utilizadas placas de Petri
contendo meio de cultura BDA sintético suplementado com DMSO onde foram depositados
discos do patógeno.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado (DIC) com 10 tratamentos
representados por 5 espécies de Colletotrichum, 1 concentração de fungicida e 1 concentração
de fungicida + SHAM. As avaliações foram realizadas através do crescimento micelial em
dois sentidos, perpendicularmente, durante 7 dias. As placas foram incubadas em estufa BOD
a 25° C no escuro.

39

3.2.5 Efeito dos fungicidas sobre a germinação de conídios das diferentes espécies de
Colletotrichum

Para avaliação da inibição de germinação dos esporos, foi realizado um pré-teste com
as espécies de Colletotrichum, e foi possível observar que após 5 horas ocorreu a emissão do
tubo germinativo.
Foram utilizados os mesmos isolados das espécies de Colletotrichum que foram
cultivados em meio BDA por 7 dias. Obteve-se uma suspensão de conídios mediante a
deposição de 10 ml de água destilada esterilizada, acrescida de Tween 20 (1 gota/10 ml de
água) sobre a superfície da placa de Petri com micélio fúngico, seguido de raspagem das
colônias com alça de Drigalski. Em seguida, foi feita a separação do micélio fúngico dos
conídios em camada dupla de gaze esterilizada.
A concentração conidial foi ajustada para 2x106 ml-1 esporos em câmara de contagem
de Neubauer. O teste de inibição foi realizado em lâminas escavadas com a diluição dos
fungicidas em água destilada esterilizada (ADE), obtendo-se as concentrações de 0,1; 0,5; 1;
5; 10 µg ml-1 dos fungicidas. Com a junção da concentração dos fungicidas e a concentração
conidial obteve-se uma suspensão conidial final de 1x103ml-1 conídios.
As lâminas escavadas foram colocadas sobre um suporte dentro das placas de Petri
contendo, em seu interior, duas folhas de papel filtro previamente umedecidas com água
destilada esterilizada e, mantidas em condições de câmara úmida e temperatura de 25 ºC ± 1,
no escuro. Após as 5 horas de incubação, foi adicionado ácido lático com o objetivo de inibir
a germinação dos esporos após esse período. Foram considerados conídios germinados
aqueles que apresentarem tubo germinativo com comprimento de, no mínimo, uma vez o
tamanho do conídio.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado com 150 tratamentos em
arranjo fatorial (5 espécies x 5 concentrações x 6 fungicidas) com quatro repetições, onde
foram contados 100 conídios por cavidade obtida a porcentagem de conídios germinados.

40

3.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO

3.3.1 Avaliação da sensibilidade micelial das espécies de Colletotrichum a fungicidas

Os resultados referentes ao crescimento micelial das espécies de Colletotrichum sobre
os efeitos das diferentes concentrações de fungicidas, encontram-se nas tabelas de 3 a 7.
Observaram-se diferenças significativas entre os fungicidas nas concentrações
testadas. Para a espécie C. theobromicola, os fungicidas difenoconazole, tebuconazole,
tiofanato metílico e azoxistrobina + difenoconazole nas concentrações 1, 5 e 10 µg/ml-1
apresentaram os melhores resultados de inibição do crescimento micelial nas três
concentrações. Os fungicidas difenoconazole, tebuconazole e tiofanato metílico apresentaram
os melhores resultados na concentração de 10µg/ml-1. Não foi possível o controle do patógeno
nas concentrações testadas quando utilizou oxicloreto de cobre comparado com a testemunha
(Tabela 3). Santos, (2006) avaliando a sensibilidade micelial de Didymella bryoniae em
melancia, observou que os isolados do estudo apresentaram resistência ao tiofanato metílico
em todas as doses testadas. Entretanto, utilizando o fungicida oxicloreto de cobre, houve a
inibição completa do crescimento dos isolados, demonstrando alta sensibilidade do patógeno
ao ingrediente ativo.

Tabela. 3 – Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum theobromicola.
(Concentrações µg/ml-1)
Fungicida

0,0

0,1

0,5

1

5

10

Azoxistrobina

1,11Ac

0,83Bb

0,78Ba

0,77Ba

0,75Ba

0,72Ca

Difenoconazole

1,25Aa

0,58Aa

0,37Aa

0,33Ab

0,12Aa

0,07Aa

Tebuconazole

1,07Ac

0,75Bb

0,31Aa

0,17Aa

0,07Aa

0,07Aa

Tiofanato metílico

1,25Ad

1,09Cc

1,06Cc

0,88BCb

0,07Aa

0,07Aa

Oxicloreto de cobre

1,25Ab

1,09Ca

1,04Ca

1,01Ca

1,07Ca

1,10Ca

Azox+Difeno

1,25Ac

0,56Ab

0,39Aa

0,39Aa

0,25Aa

0,44Ab

DMS = 0,23
CV% 18,92
Médias com letra maiúsculas na coluna e minúsculas nas linhas seguidas de mesma letra não
diferem entre si pelo teste de tukey a 5% de probabilidade.

C. fructicola apresentou menor crescimento micelial nas concentrações de 5 e
10µg/ml-1 para os fungicidas azoxistrobina, difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico e

41

azoxistrobina + difenoconazole. Oxicloreto de cobre não apresentou diferença entre as
concentrações testadas e a testemunha (Tabela 4).

Tabela. 4 – Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum fructicola.
(Concentrações µg/ml-1)
Fungicida

0,0

0,1

0,5

1

5

10

Azoxistrobina

1,25Ab

0,85Aa

0,85Ca

0,77Ca

0,78Da

0,78Da

Difenoconazole

1,25Ad

0,89Ac

0,32Ab

0,31Ab

0,29Bb

0,17Ba

Tebuconazole

1,25Af

1,07Be

0,69Bd

0,54Cc

0,26Bb

0,07Aa

Tiofanato metílico

1,25Ad

1,44De

0,94Cc

0,31Ab

0,07Aa

0,07Aa

Oxicloreto de cobre

1,25Aa

1,24Ca

1,24Da

1,24Da

1,25Da

1,24Ea

Azox+Difeno

1,25Ad

0,87Ac

0,49Ab

0,48Bb

0,36Ca

0,30Ca

DMS = 0,08

CV% 5,56

Médias com letras maiúsculas nas linhas e minúsculas nas colunas seguidas de mesma letra
não diferem entre si pelo teste de tukey a 5% de probabilidade.

Para a espécie C. tropicale, o fungicida azoxistrobina não apresentou diferença
significativa entre as concentrações testadas. No entanto, difenoconazole, tebuconazole,
tiofanato metílico e azoxistrobina + difenoconazole nas maiores concentrações 5 e 10 µg/ml-1,
inibiram o crescimento micelial do patógeno (Tabela 5). Oxicloreto de cobre não apresentou
diferença entre as concentrações testadas em relação à testemunha para o patógeno em estudo.
Tabela. 5 – Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum tropicale.
(Concentrações µg/ml-1)
Fungicida

0,0

0,1

0,5

1

5

10

Azoxistrobina

1,07Ab

0,97Ba

0,91Ba

0,96Ca

0,92Ba

0,89Ba

Difenoconazole

1,07Ae

0,68Ad

0,54Ac

0,44Ac

0,21Ab

0,07Aa

Tebuconazole

1,07Ad

0,94Bc

0,47Ab

0,45Ab

0,23Aa

0,17Aa

Tiofanato metílico

1,07Ad

1,14Cd

0,88Bc

0,61Bb

0,20Aa

0,13Aa

Oxicloreto de cobre

1,07Aa

1,04Ca

1,02Ca

1,04Ca

1,06Ca

1,05Ca

Azox+Difeno

1,07Ad

0,76Ac

0,48Ab

0,49Ab

0,30Aa

0,21Aa

DMS = 0,10

CV%7,66

Médias com letras maiúsculas nas linhas e minúsculas nas colunas seguidas de mesma letra
não diferem entre si pelo teste de tukey a 5% de probabilidade.

42

O fungicida azoxistrobina nas concentrações 0,5, 5 e 10 µg/ml-1inibiu o crescimento
micelial de C. siamense. Porém, difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico e
azoxistrobina + difenoconazole conseguiram controlar a espécie nas concentrações de 5 e 10
µg/ml-1. Oxicloreto de cobre não apresentou diferença significativa entre as concentrações
utilizadas (Tabela 6).
Tabela. 6 - Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobre o crescimento micelial da
espécie Colletotrichum siamense.
(Concentrações µg/ml-1)
Fungicida

0,0

0,1

0,5

1

5

10

Azoxistrobina

1,25Ac

1,00Bb

0,96Ba

1,03Cb

0,96Ca

0,89Ca

Difenoconazole

1,25Ae

0,72Ad

0,50Ac

0,44Ac

0,21Ba

0,07Aa

Tebuconazole

1,25Ae

1,09Be

0,67Ad

0,57Ac

0,27Bb

0,07Aa

Tiofanato metílico

1,25Ad

1,22Cd

1,05Cc

0,82Bb

0,07Aa

0,07Aa

Oxicloreto de cobre

1,25Aa

1,22Ca

1,23Ca

1,22Da

1,23Da

1,26Da

Azox+Difeno

1,25Ad

0,82Ac

0,53Ab

0,54Ab

0,36Ba

0,30Ba

DMS = 0,17
CV% 12,10
Médias com letras maiúsculas nas linhas e minúsculas nas colunas seguidas de mesma letra
não diferem entre si pelo teste de tukey a 5% de probabilidade.

Para a espécie C. karsti, azoxistrobina inibiu totalmente o crescimento micelial em
todas as concentrações testadas. Porém, as concentrações de 1, 5 e 10µg/ml1 referentes aos
fungicidas difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico e azoxistrobina + difenoconazole
impediu o crescimento da espécie, e nas concentrações de 5 e 10 µg/ml-1, apresentaram
melhores resultados em relação as demais concentrações. Todos os fungicidas utilizados no
controle de C. karstii foram eficientes inibidores do crescimento micelial in vitro (Tabela 7).
Tavares e Souza (2005) em testes in vitro com tebuconazole, observaram a inibição do
crescimento micelial de C. gloeosporioides em plantas de citros da variedade Natal. Em
outros trabalhos também foi comprovada a eficiência dos fungicidas do grupo dos triázois e
benzimidazóis na inibição do crescimento micelial de espécies de Colletotrichum in vitro
(FREEMAN et al., 1997).

43
Tabela. 7– Efeito de fungicidas em diferentes concentrações sobreo crescimento micelial da
espécie Colletotrichum karstii.
(Concentrações µg/ml-1)
Fungicida

0,0

0,1

0,5

1

5

10

Azoxistrobina

0,79Ab

0,07Aa

0,07Aa

0,07Aa

0,07Aa

0,07Aa

Difenoconazole

0,79Ad

0,36Bc

0,23Bb

0,21Bb

0,16Aa

0,09Aa

Tebuconazole

0,79Ad

0,36Bc

0,19Bb

0,16Ba

0,07Aa

0,07Aa

Tiofanato metílico

0,79Ad

0,37Bc

0,23Bb

0,07Aa

0,07Aa

0,07Aa

Oxicloreto de cobre

0,79Ab

0,79Cb

0,66Ca

0,66Ca

0,62Ba

0,68Ca

Azox+Difeno

0,79Ac

0,34Bb

0,21Ba

0,19Ba

0,14Aa

0,18Ba

DMS = 0,09
CV%15,55
Médias com letra maiúsculas na coluna e minúsculas nas linhas seguidas de mesma letra
não diferem entre si pelo teste de tukey a 5% de probabilidade.

Em relação a ED50 (concentração de ingredientes ativos capazes de inibir 50% do
crescimento micelial), a espécie C. theobromicola foi altamente sensível aos fungicidas
azoxistrobina + difenoconazole, difenoconazole, tebuconazole e tiofanato metílico (Tabela 8),
variando de 0,1006 µg/ml-1, 0,1158 µg/ml-1, 1,1661 µg/ml-1 e 1,6332 µg/ml-1,
respectivamente. Enquanto os fungicidas azoxistrobina e oxicloreto de cobre foram
considerados ineficazes (valores acima de 10µg/ml-1). Em Corynespora cassicola os valores
da ED50 variaram de 0,50 a 18,79 µg/ml-1 para o fungicida tebuconazole em diferentes
isolados, corroborando com os resultados encontrados em C. theobromicola (AGUIAR,
2015).
A ED50 variou em 0,2104 µg/ml-1, 0,3987 µg/ml-1, 0,6702 µg/ml-1 e 0,7506 µg/ml-1
para os fungicidas difenoconazole, azoxistrobina + difenoconazole, tiofanato metílico e
tebuconazole, respectivamente, onde a espécie C. fructicola apresentou alta sensibilidade aos
fungicidas. A ED50 para os fungicidas difenoconazole, azoxistrobina + difenoconazole,
tebuconazole e tiofanato metílico variou de 0,3977 µg/ml-1, 0,5563 µg/ml-1, 0,6985 µg/ml-1 e
1,5329 µg/ml-1, respectivamente, quando o patógeno era C. tropicale, sendo considerada
altamente sensível. Azoxistrobina e oxicloreto de cobre não foram eficientes nas
concentrações testadas para essa espécie. Para a espécie C. siamense os valores da ED50 nos
fungicidas difenoconazole, azoxistrobina + difenoconazole, tebuconazole e tiofanato metílico
variou de 0,1883 µg/ml-1, 0,3757 µg/ml-1, 0,7464 µg/ml-1 e 1,2483 µg/ml-1 respectivamente,
sendo a espécie altamente sensível aos fungicidas. Para os fungicidas azoxistrobina e
oxicloreto de cobre os valores da ED50 foram maiores que 10µg/ml-1, considerados
ineficientes no controle de C. siamense para as concentrações testadas.

44

Para C. karstii os valores da ED50 em azoxistrobina, tebuconazole, tiofanato metílico,
tebuconazolee azoxistrobina + difenoconazole, variou de 0,0000 µg/ml-1, 0,0344 µg/ml-1,
0,0353 µg/ml-1, 0,0366 µg/ml-1 e 0,0072 µg/ml-1 respectivamente, sendo altamente sensíveis a
espécie nas concentrações testadas. O fungicida oxicloreto de cobre não foi considerado
eficiente no controle, pois apresentou valores acima de 10µg/ml-1 (Tabela 8). Resultados
semelhantes de Gang et al.,(2015) em isolados de C. gloeosporioides utilizando os fungicidas
tiofanato metílico e tebuconazole, observou que a ED50variou de 3,3 µg/ml-1 e 2,2 µg/ml-1
respectivamente, apresentando média sensibilidade micelial aos fungicidas e CMI maior que 1
µg/ml-1, inibindo de forma efetiva o crescimento do patógeno in vitro.

Tabela. 8 – ED50 (concentração de ingredientes ativos capazes de inibir 50% do crescimento micelial)
de diferentes espécies de Colletotrichum aos fungicidas.
Espécies
C.
C.
C.
C.
C.
Fungicidas
Sensibilidade
-1
tropicale
siamense Karstii
ED50 (µg/ml )* theobromicola fructicola
das espécies**
Azoxistrobina
0,0000
IS/AS
Difenoconazole
0,1158
0,2104
0,3977
0,1883
0,0366
AS
Tebuconazole
1,1662
0,7506
0,6985
0,7464
0,0353
AS
Tiof. Metilico
1,6332
0,6702
1,5339
1,2483
0,0344
AS
Oxi. de cobre
IS
Azox e difen
0,1006
0,3987
0,5563
0,3757
0,0072
AS
*ED50= Concentração que inibe 50% do crescimento micelial.**Classificação em função da ED50, onde:
ED50<10µg/ml: alta sensibilidade (AS); ED5010-100µg/ml moderada sensibilidade (MS); ED50100-500µg/ml
insensibilidade (IS).

O ICM (índice de crescimento micelial) e CMI (concentração mínima inibitória)
variaram de 62,32% para concentrações menores que 1µg/ml-1quando utilizou o fungicida
difenoconazole, enquanto que a 10 µg/ml-1 houve inibição de 92,67%. O fungicida
tebuconazole apresentou inibição micelial de 68,27% para concentrações menores que
1µg/ml-1. Em tebuconazole e tiofanato metílico o efeito inibitório foi de 92,91% sendo seu
CMI maior que 1µg/ml-1. Azoxistrobina+difenoconazole proporcionou o menor índice de
crescimento micelial para C. theobromicola, apresentando o CMI menor, e a ED50 menor que
1µg/ml-1(Tabela 9).

45
Tabela. 9 – Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. theobromicola e a
concentração mínima inibitória (CMI)1.
Concentrações
µg ml-1
Fungicidas
0,1
0,5
1
5
10
CMI
Azoxistrobina
18,41% 20,96%
21,52%
24,22% 27,19%
>10
Difenoconazole
30,73% 62,32%
67,42%
87,67% 92,67%
<1
Tebuconazole
25,77% 68,27%
81,86%
92,91% 92,91%
<1
Tiofanato metílico
-7,50% - 7,71%
10,05%
92,91% 92,91%
>1
Oxicloreto de cobre
-7,50% -5,09%
-3,01%
-7,93% -11,33%
>10
Azox+Difeno
44,19% 60,48%
60,62%
73,79% 84,41%
<1
1
Intervalo entre as concentrações, em que podem-se encontrar valores de 100% de inibição
de crescimento micelial

O valor do CMI em azoxistrobina e oxicloreto de cobre foi maior que 10µg/ml-1, já
para difenoconazole foi menor que 1µg/ml-1 com efeito inibitório de 70,82%. Para
tebuconazole o CMI foi a 1µg/ml-1com inibição de 51,15%, e em 10µg/ml-1o efeito inibitório
do fungicida foi de 93,57%, conseguindo inibir o crescimento total do fungo. Em tiofanato
metílico o CMI também foi a 1 µg/ml-1, sendo a inibição maior que em tebuconazole,
apresentando valor de 71,72%. O CMI de C. fructicola nos fungicidas azoxistrobina e
oxicloreto de cobre o CMI teria que ser maior de 10µg/ml-1 para o controle. Difenoconazole e
azoxistrobina + difenoconazole foram os fungicidas que proporcionaram o menor índice de
crescimento micelial, apresentando o CMI menor, e a ED50 menor que 1µg/ml1 (Tabela 10).
Tabela. 10 – Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. fructicola
e a concentração mínima inibitória (CMI)1 .
Concentrações
µg ml-1
Fungicidas
0,1
0,5
1
5
10
CMI
Azoxistrobina
23,00%
23,26%
30,07%
29,56%
29,56%
>10
Difenoconazole
17,86%
70,82%
71,46%
73,52%
84,19%
<1
Tebuconazole
2,95%
37,27%
51,15%
74,93%
93,57%
1-10
Tiofanato metílico
1,79%
15,42%
71,72%
93,57%
93,57%
1-10
Oxicloreto de cobre
-11,95%
-12,46%
-11,69%
-12,85%
-10,53%
>10
Azoxi+Difeno
20,95%
55,01%
56,81%
67,09%
72,23%
<1
1
Intervalo entre as concentrações, em que podem-se encontrar valores de 100% de inibição
de crescimento micelial

O CMI em azoxistrobina foi superior em 10µg/ml-1, necessitando de uma dose maior
para o controle da espécie. Nos fungicidas difenoconazole, tebuconazole e tiofanato metílico
o CMI foi entre 1 e 10µg/ml-1, com inibição de 55,60% a 92,90% para difenoconazole,
51,15% a 93,57% para tebuconazole, e 71,72% a 93,57% para tiofanato metílico. Oxicloreto
de cobre o CMI foi maior que 10 µg/ml-1. Azoxistrobina + diefenoconazole foi o fungicida

46

que conduziu ao menor índice de crescimento micelial para C. tropicale, apresentando o CMI
menor, e a ED50 menor que 1µg/ml-1. O CMI em azoxistrobina e oxicloreto de cobre foram
maiores que 10µg/ml-1 (Tabela 11).

Tabela. 11 – Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. tropicale
e a concentração mínima inibitória (CMI)1 .
Concentrações
µg ml-1
Fungicidas
0,1
0,5
1
5
10
CMI
Azoxistrobina
3,82%
9,64%
3,82%
8,36%
11,20%
>10
Difenoconazole
32,05% 45,53%
55,60%
78,29% 92,90%
1-10
Tebuconazole
15,88% 47,65%
55,03%
76,17% 82,83%
1-10
Tiofanato metílico
-13,90% 11,91%
38,58%
79,94% 87,23%
>1
Oxicloreto de cobre
-9,07%
-7,51%
-3,40%
-5,95%
-4,25%
>10
Azox+Difeno
24,39% 51,91%
51,34%
69,21% 80,00%
<1
1
Intervalo entre as concentrações, em que podem-se encontrar valores de 90-100% de inibição de
crescimento micelial.

Em difenoconazole o efeito inibitório foi 55,92% a 81,03% nas concentrações 1 a
10µg/ml-1. Tebuconazole e tiofanato metílico foram os mais eficientes com valores maiores
que 1µg/ml-1, com inibição de 73,50% e 93,02% para tebuconazole, e 93,02% e 92,03% para
tiofanato metílico. O difenoconazole e azoxistrobina + difenoconazole foram os fungicidas
que conduziram o menor índice de crescimento micelial para C. siamense, apresentando o
CMI menor, e a ED50 entre 1 a 10µg/ml-1(Tabela 12).
Tabela. 12 – Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. siamense
e a concentração mínima inibitória (CMI)1 .
Concentrações
µg ml-1
Fungicidas
0,1
0,5
1
5
10
CMI
Azoxistrobina
2,23%
2,37%
0,13%
5,57%
8,92%
>10
Difenoconazole
29,28% 49,37%
55,92%
71,12% 81,03%
1-10
Tebuconazole
-6,69%
32,07%
44,63%
73,50% 93,02%
>1
Tiofanato metílico
-19,80% -0,11%
20,92%
93,02% 93,03%
>1
Oxicloreto de cobre
-19,24% -24,26%
-18,68%
-11,85% -23,70%
>10
Azox+Difeno
19,52% 45,74%
47,41%
64,01% 69,59%
>1
1
Intervalo entre as concentrações, em que podem-se encontrar valores de 100% de inibição
de crescimento micelial.

O CMI em todos os fungicidas testados na espécie C. karstii apresentou valor menor
que 1 µg/ml-1, com inibição micelial de 89,10% para azoxistrobina, 64,05% a 84,31% para
difenoconazole, 70,15% a 89,10% em tebuconazole, 63,83% a 89,10% em tiofanato metílico.
e 66,66% a 82,78% em azoxistrobina + diefenoconazole. Para oxicloreto de cobre não houve
inibição do crescimento micelial in vitro (Tabela 13). Resultados semelhantes foram

47

registrados em C.gloeosporioides em mamão utilizando o fungicida tebuconazole
(TAVARES; SOUZA, 2004).

Tabela. 13 – Valores médios de porcentagem de inibição do crescimento micelial de C. karstii
e a concentração mínima inibitória (CMI)1.
Concentrações
µg ml-1
Fungicidas
0,1
0,5
1
5
10
CMI
Azoxistrobina
89,10% 89,10%
89,10%
89,10% 89,10%
<1
Difenoconazole
45,31% 64,05%
66,44%
75,38% 84,31%
<1
Tebuconazole
42,70% 70,15%
74,94%
89,10% 89,10%
<1
Tiofanato metílico
43,35% 63,83%
89,10%
89,10% 89,10%
<1
Oxicloreto de cobre
-6,75%
-1,74%
-2,17%
- 4,57% -4,57%
>10
Azox+Difeno
46,18% 66,66%
69,93%
79,08% 82,78%
<1
1
Intervalo entre as concentrações, em que podem-se encontrar valores de 100% de inibição
de crescimento micelial.

Sartori (2007) avaliando a sensibilidade do fungicida tiofanato metílico em C.
lidemuthianum, observou que a sua ED50 foi menor que 1 µg/ml-1, com inibição micelial de
95 a 97% aproximadamente em concentrações de 1 e 10 µg/ml-1 para os isolados I-1; I-2; I-3;
I-4; I-6; I-7; I-9; I-10; I-15 e I-17, corroborando com os resultados obtidos na espécie C.
karstii. Em C. acutatum e C. gloeosporioides, utilizando os fungicidas azoxistrobina +
difenoconazole e tebuconazole, a ED50 apresentou moderadamente a altamente eficientes em
inibir o crescimento micelial dessas espécies (FISCHER et al., 2012).
A fungitoxicidade das espécies de Colletotrichum provenientes de pinheira e
gravioleira testados em relação aos principios ativos dos fungicidas devem-se ao fato de que
nessas frutíferas não se faz uso de agrotóxicos de forma indiscriminada, consequentemente
esses fungos não sofreram alguma mutação do gene da β-tubulina ou do sitio de ação, que
altera as sequências de base e na síntese de aminoácidos dos códons.
De acordo com Phoulinvong (2011), gerenciar o manejo da antracnose em anonáceas
deve ser feita com cautela, devido à presença de espécies de Colletotrichum no uso de rotação
de culturas. A utilização de melhores práticas culturais combinadas com o controle químico
garante a proteção das plantas, e o uso de varidades resistentes, é provavelmente o mais
desejável para o controle da doença em anonáceas.
Contudo, esses resultados confirmam a eficiência do ingrediente ativo em baixas
concentrações dos fungicidas do grupo dos triázois e benzimidazóis, controlando as espécies
de Colletotrichum que causam antracnose em pinheira e gravioleira. Entretanto o oxicloreto

48

de cobre por ser um fungicida protetor, não consegiu inibir o crescimento micelial das
espécies de Colletotrichum..

3.3.2 Avaliação da sensibilidade das espécies de Colletotrichum ao Ácido Salicilhidroxâmico
(SHAM).

Foi possível observar diferença significativa pelo teste de Tukey ao nível de 1% de
probabilidade entre os tratamentos testados
testado e as espécies de Colletotrichum (Figura 1 e 2).O
tratamento sem a adição do SHAM (azoxistrobina 10µg ml-1) observa-se
observa
um crescimento
micelial parcial em relação à testemunha. O crescimento micelial de C. karstii foi inibido com
e sem a presença do SHAM. Entretanto, para os demais tratamentos observou
observou-se uma redução
no crescimento micelial apenas com a presença do SHAM
SH
+ azoxistrobina 10µg ml-1.
Segundo Vanlerberghe; Mcintosh (1997), o ácido salicilhidroxâmico (SHAM) é um
inibidor de uma rota de oxidação alternativa (AOX) em certos fungos filamentosos. Alguns
desses organismos possuem essa oxidase alternativa ativa, com a capacidade de produzir uma
pequena quantidade de ATP, na presença de inibidores da via principal do transporte de
elétrons na respiração.. Entre os produtos químicos estão as estrobilurinas
estrobiluri
(azoxistrobina)
(VENÂNCIO et al., 1999; SMITH, 2002; ALMEIDA, 2014).

Figura 1 - Crescimento micelial (mm) de espécies de Colletotrichum ao ácido Salicilhidroxâmico
(SHAM). Ct (Colletotrichum
Colletotrichum theobromicola),
theobromico
Cf (C. fructicola), Ctr (C.
C. tropicale
tropicale), Cs (C. siamense) e
Ck (C. karsti).

c

Crescimento micelial (mm)

1,4
1,2

c

c
b

b

1
0,8

c

c

b

b
Test

0,6

S/ Sham

0,4

C/ Sham

0,2

a

a

a

a

0
Ct

Cf

Ctr
Espécies

Cs

Ck

49
Figura 2 - Espécies de Colletotrichum em meio BDA sem adição do SHAM (azoxistrobina 10 µg ml1
) (A) e com adição do SHAM + azoxistrobina 10 µg ml-1 (B). C. theobromicola (a.1 e b.1), C.
fructicola (a.2 e b.2), C.tropicale (a.3 e b.3), C. siamense (a.4 e b.4), C karstii (a.5 e b.5).

1

1

2

3

4

5

2

3

4

5

A

B

Fonte: Autora, 2017.

Thomazella et al., (2012), observaram que o uso dos inibidores, azoxistrobina
(inibidor do complexo III) e o SHAM (inibidor especifico da AOX), mostraram-se eficientes
no controle in vitro de Moniliophthora perniciosa em cacau, porém não foram eficientes in
vivo.
Prado (2016) afirma que a combinação de estrobilurinas com SHAM, além de ser
efetiva em M. perniciosa, mostrou-se eficiente em C. gloeosporioides (patógeno de manga,
mamão, maracujá e goiaba), Guiguinardia citricarpa (causador da mancha negra dos citrus),
Phytophhthora infestans (patógeno da batata e tomate), Sclerotinia sclerotium (causador do
mofo branco da soja) e Venturia pirina (patógeno da pêra).

3.3.3 Efeito dos fungicidas sobre a germinação de conídios das diferentes espécies de
Colletotrichum

As médias dos conídios germinados das espécies de Colletotrichum submetidos a
diferentes concentrações de fungicidas apresentaram interações significativas entre os fatores
espécies e concentrações dos fungicidas pelo teste de Tukey ao nível de 1% de probabilidade
A azoxistrobina apresentou baixa eficiência na inibição da germinação dos conídios
(Figura 3.a). As espécies de Colletotrichum apresentaram inibição dos conídios submetidos ao
fungicida difenoconazole (Figura 3.b). A espécie C. karstii obteve uma menor quantidade de
conídios germinados em todas as concentrações testadas, em média de 4,35%, em seguida a
espécie C. fructicola com 7,5%, C.theobromicola com 14,6% e C. tropicale com 17,9%,
apresentando diminuição na germinação de conídios. C. siamense obteve um maior percentual

50

de conídios germinados, ocorrendo um declínio à medida que aumenta a dose do fungicida,
chegando a 45%.
Todas as espécies apresentaram um decréscimo de conídios germinados quando
aumentou a dose do fungicida tebuconazole. C. theobromicola, C. fructicola, C. siamense e C.
karstii, houve inibição total e parcial da germinação de conídios na concentração de 5 e 10
µg/ml. A espécie C. tropicale ocorreu apenas um declínio da germinação dos conídios de
acordo com o aumento da concentração do fungicida, em média de 2,5% de conídios
germinados (Figura 3.c). Em Lasiodiplodia theobromae na cultura do coqueiro, tebuconazole
apresentou baixa eficiência na inibição da germinação, embora tenha sido utilizada a
concentração de 32ppm (LOCATELLI et al, 2015).
As espécies C. fructicola, C. tropicale, C. siamense e C. karstii apresentaram 100% de
inibição da germinação de conídios nas concentrações de 5 e 10 µg/ml quando utilizou o
fungicida tiofanato metílico. Para C. theobromicola houve uma diminuição da germinação à
medida que se aumentou a dose do fungicida, ocorrendo inibição total da germinação dos
conídios (Figura 3.d). Em isolados de C. lindemuthianum, o tiofanato metílico apresentou
baixa eficiência na inibição da germinação dos conídios sendo a concentração superior a 1000
µg/mL-1 (FILHO, 2013).
Em relação à figura 3.f, o fungicida oxicloreto de cobre não conseguiu inibir a
germinação dos conídios em nenhuma espécie de Colletotrichum testada.
A mistura dos fungicidas azoxistrobina + difenoconazole proporcionou a inibição da
germinação das espécies de Colletotrichum quando comparado a azoxistrobina utilizada
separadamente. Esses resultados confirmam a eficiência dos fungicidas difenoconazole,
tebuconazole, tiofanato metílico e azoxistrobina + difenoconazole na inibição da germinação
de conídios, corroborando com os resultados de sensibilidade micelial.

51
Figura 3 – Porcentagem média de germinação de conídios de espécies de Colletotrichum submetidas a
cinco concentrações dos fungicidas
fungicida azoxistrobina (a), difenoconazole (b), tebuconazole (c), tiofanato
metilico (d),, oxicloreto de cobre (e) e azoxistrobina + difenoconazole (f).

A

B

C

D

E

F

52

3.4 CONCLUSÕES

Os fungicidas difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico e azoxistrobina +
difenoconazole foram capazes de controlar in vitro as espécies de Colletotrichum associadas à
antracnose em pinha e graviola, já o oxicloreto de cobre não foi eficiente no controle das
espécies.
As espécies C. theobromicola, C. fructicola, C. tropicale, C. siamense e C. karstii
foram altamente sensíveis ao ingrediente ativo com valores da ED50 de 0,1 a 0,75 µg/ml dos
fungicidas difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico e azoxistrobina + difenoconazole.
Azoxistrobina associado ao ácido salicilhidroxâmico (SHAM) inibiu totalmente o
crescimento micelial das espécies de Colletotrichum.
Os fungicidas difenoconazole, tebuconazole, tiofanato metílico, azoxistrobina +
difenoconazole inibiram a germinação de conídios das espécies de Colletotrichum.

53

REFERÊNCIAS
AGUIAR, F.M. Caracterização de isolados de Corynespora cassicola e avaliação da
sensibilidade in vitro a fungicidas. Tese de doutorado. Universidade Federal de Brasília,
Brasília. 125p. 2015.

ALMEIDA, G.M. Estudo da função biológica da oxidase alternativa (AOX) em
Saccharomyces cerevisaiae. Dissertação de mestrado. Universidade de São Paulo. São
Paulo-SP. 80p. 2014.

ALMEIDA, R. de; LUZZARDI, D.G.C. Controle
químico.Disponível:<http://www.ebah.com.br/content/ABAAAfc7IAH/controlequimico?part=2> Acesso em:24/07/2017

BALARDIN, R. S. Doenças da Soja. Santa Maria: Edição do Autor. 100p. 2002.

FAGAN, E.B. A cultura da soja: modelo de crescimento e aplicação de estrobilurina. 2007.
84f. (Tese de doutorado). Escola de ensino superior de Agricultura, ESALQ/USP,
Piracicaba, 2007.

FISCHER, I.H. et al., Efeito de fungicidas e produtos alternativos no controle da antracnose e
da pinta preta da goiaba. Semina: Ciências Agrárias [em línea], 33. 2012. Em 14 de julho de
2017. Disponível em: http://www.redaluc.org/articulo.oa?id=445744117024>ISSN1676-546x

FREEMAN, S. et al.,Colletotrichum acutatum in strawberry under laboratory, house and
conditions. Plant Disease, Sant Paul, V.81, n.7, p.749-752, July 1997.

GANG, CEUN-HYE et 53W. Analysis of fungicide sensitivity and genetic diversity among
Colletotrichum species in sweet persimmon. Plant Pathology Journal. J.31(2). 115-1122. P.
ISSN 1598-2254 e ISSN 2093-9280. 17 de abril de 2015.

PRADO, P.F. VITAL do. Caracterização dos mecanismos de resistência a estrobilurinas no
fungo Moniliophthora perniciosa, agente causador da vassoura de bruxa do cacaueiro. 1.
Recurso online. (Dissertação de mestrado). Universidade Estadual de Campinas. CampinasSP. 132p. 2016.

SANTOS, G.R. et al., Resistência de Didymella bryoniae a fungicidas no Brasil.
Fitopatologia Brasileira. 31:476-482. 2006.

54

SARTORI, J.E. Avaliação da sensibilidade in vitro de isolados de Colletotrichum
lindemuthianum a fungicida. (Dissertação de mestrado). P.9, 2007.

TAVARES, G.M., SOUZA, P.E. Efeito de fungicidas no controle in vitro de Colletotrichum
gloeosporioides, agente etiológico da antracnose do mamoeiro (carica papaya l.). Ciência e
Agrotecnologia, Lavras, v.29, n.1, p.52-59, Jan/Fev 2005.

THOMAZELLA, P.P. et al., The hemibiotrophic 54WW54S pathogen Moniliophthora
perniciosadepends on a mitochondrial alternative oxidase for biotrophic development. New
Phytol. 1941025-1034. 10.1111/J.1469-8137. 2012. 04119x. Em março de 2012.

PIÉRRI SPOLTI. Universidade Federal do Rio Grande do Sul. 2012. Disponível em:
<www.apsnet.org/edcenter/intropp/topics/pages/fungicidesport.aspx> acesso em: 17/07/2017.

SANTI, A. Os fungicidas.
Disponível:<http://consultoriaemviticultura.blogspot.com.br/2014/10/os-fungicidas.html>
Acesso em:24/07/2017.

VANLERBERGHE, G.C.; MCINTOSH, L. Alternative oxidase: from gene to function.
Annual review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. V.38, p.703-734, 1997.

VENÂNCIO, W.S.; RODRIGUES, M.A.T.; BEGLIOMINI, E.; SOUZA, N.L. Phisiological
effects of strobilurin fungicides on plants. Publication UEPG, Ponta Grossa, v.9, n.3, p.59-68,
2004.

55

4. INFLUÊNCIA DE PERÍODOS DE PERMANÊNCIA EM CÂMARA ÚMIDA
SOBRE A SEVERIDADE DA ANTRACNOSE EM FOLHAS DE Annona squamosa L. e
Annona muricata L.

RESUMO
As condições edafoclimaticas exercem grande influência no desenvolvimento dos patógenos,
devido a isso, se faz necessário conhecer sobre a interação patógeno, hospedeiro e ambiente
para sistemas de prevenção de doenças e para definir ações de controle. O presente trabalho
teve como objetivo avaliar a influência dos períodos de permanência em câmera úmida sobre
a severidade da antracnose em folhas de pinheira e gravioleira. Foram utilizados dois períodos
de permanência em câmara úmida (2 e 5 dias) nas temperaturas de 20, 25 e 30 oC. O
delineamento experimental foi inteiramente casualizado em arranjo fatorial (2 x 5),
representado por dois períodos de permanência em câmara úmida, cinco espécies de
Colletotrichum e quatro repetições. O diâmetro das lesões foi determinado medindo-se cada
lesão em dois sentidos perpendiculares. Foi observada que no período de permanência de 2
dias de inoculação não houve sintomas de antracnose nas folhas de gravioleira e pinheira em
nenhuma das temperaturas testadas. Após 5 dias de permanência, houve o aparecimento de
manchas de coloração pardo-escura a preta. A temperatura de 25 ºC e o período de
permanência de 5 dias favoreceu o aparecimento de sintomas de antracnose em folhas de
pinha (Annona squamosa L.) e graviola (Annona muricata L.).

Palavras chave: Sintomas, umidade, temperatura.

56

ABSTRAT
The edafoclimatic conditions exert a great influence on the development of the pathogens, due
to this, it is necessary to know about the pathogen, host and environment interaction for
disease prevention systems and to define control actions. The present work had the objective
of evaluating the influence of wet stay periods on the severity of anthracnose in pine and
graviola. Two dwell periods were used in humid chamber (2 and 5 days) at temperatures of
20, 25 and 30oC. The experimental design was completely randomized in a factorial
arrangement (2 x 5), represented by two residence periods in humid chamber, five
Colletotrichum species and four replicates. The diameter of the lesions was determined by
measuring each lesion in two perpendicular directions. It was observed that in the period of 2
days of inoculation there were no symptoms of anthracnose in sage and pine leaves at any of
the temperatures tested. After 5 days of permanence, there was the appearance of dark brown
to black spots. The temperature of 25ºC and the period of stay of 5 days favored the
appearance of anthracnose symptoms in leaves of pineapple (Annona squamosa L.) and
graviola (Annona muricata L.).

Keywords: stain, moisture, temperature.

57

4.1 INTRODUÇÃO

A antracnose é considerada a doença de maior ocorrência em anonáceas, tendo sido
inicialmente identificada como Colletotrichum gloeosporioides Penz (RAO, 1975;
JUNQUEIRA, JUNQUEIRA, 2014). Posteriormente, Colletotrichum tropicale, C. karstii, C.
siamense, C. theobromicola e C. fructicola foram identificadas no Brasil causando antracnose
em folhas de pinheira e gravioleira (COSTA, 2014).
O conhecimento dos efeitos do ambiente no desenvolvimento de patógenos pode
auxiliar nas estratégias de manejo de doenças. Informações sobre os fatores ambientais são
valiosas no desenvolvimento de sistemas de prevenção de doenças e podem contribuir para
definir ações de controle (MAIA et al.,2011).
A temperatura exerce influência no desenvolvimento dos fungos do gênero
Colletotrichum, tanto no crescimento micelial pelo diâmetro das lesões desenvolvidas sobre o
hospedeiro quanto na esporulação e germinação de conídios e formação de apressórios que é
favorecido por temperaturas de 25°C e um período de 12 a 18 horas de umidade
(POLTRONIERI, 2012; TAVARES, SOUZA, 2005; LOPEZ, 2005). Os patógenos diferem
em suas preferências por alta ou baixa temperatura, uma vez que a mesma afeta a germinação
de esporos e o número de esporos formados (AGRIOS, 1997).
A temperatura e umidade na superfície da planta são fatores que afetam o progresso da
doença em plantas (SILVEIRA et al., 2001) e são capazes de funcionar como reguladores da
velocidade com que se desenvolvem as epidemias (POLTRONIERI, 2012), porém, pouco são
os estudos encontrados envolvendo espécies de Colletotrichum.
Considerando a importância das anonáceas e por se verificar na literatura a
inexistência de trabalhos relacionados com os efeitos das condições ambientais no
desenvolvimento da antracnose, este estudo objetivou avaliar a influência dos períodos de
permanência em câmera úmida sobre a severidade da antracnose em folhas de pinheira e
gravioleira.

58

4.2 MATERIAL E MÉTODOS

4.2.1 Influência dos períodos de permanência em câmara úmida sobre a severidade da
antracnose em folhas de pinha (Annona squamosa L.) e graviola (Annona muricata L.)

Para avaliação da influência dos períodos de permanência em câmara úmida, foram
utilizadas folhas de pinha (Annona squamosa) e graviola (Annona muricata) assintomáticas.
As folhas foram acondicionadas separadamente em sacos plásticos contendo algodão
umedecido com água destilada. O período de câmara úmida foram de 2 e 5 dias, porque só a
partir desses dias que começaram a surgir as lesões na folhas de pinha e graviola, submetidas
as temperaturas de 20 ºC, 25 ºC e 30 ºC. O delineamento experimental foi inteiramente
casualizado em arranjo fatorial (2 x 5), representado por dois períodos de permanência em
câmara úmida, cinco espécies de Colletotrichum e quatro repetições. Após o período de
permanência o diâmetro das lesões foi determinado medindo os dois sentidos perpendiculares
com o auxílio de um paquímetro digital. Os valores médios obtidos foram submetidos à
análise de variância (ANOVA). O diâmetro das lesões ocasionadas pelas diferentes espécies
de Colletotrichum foi comparado pelo teste de Tukey a 1% de probabilidade, utilizando o
software ASSISTAT 7.7 beta.

59

4.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.3.1 Períodos de permanência em câmara úmida sobre a severidade da antracnose em folhas
de pinha (Annona
Annona squamosa L.) e graviola (Annona muricata L.)

Os tratamentos realizados para
pa avaliar o efeito
to da temperatura na severidade
severida das
espécies do gênero Colletotrichum em folhas de pinheira e gravioleira
gravioleira, apresentaram
resultados significativos ao nível de 1% de probabilidade
probabilidade pelo teste de Tukey (Figura 4 e 5).
No período de permanência de 2 dias de inoculação não houve sintomas de antracnose nas
folhas de pinheira e gravioleira em nenhuma das temperaturas testadas. Segundo Dias et al.
al
(2005), uma das principais variáveis climáticas é a temperatura, responsável pela infecção e
posterior colonização de patógenos do gênero Colletotrichum.
Em folhas de pinheira, após
após 5 dias de permanência em câmera úmida ocorreu o
aparecimento dos sintomas típico de antracnose na temperatura de 25 oC (Figura 4).

Figura 4 - Avaliação da permanência em câmara
câma a úmida em folhas de pinheira, após 5 dias em
diferentes temperaturas. Ct (Colletotrichum
Colletotrichum theobromicola),
theobromicola Cf (C.
C. fructicola),
fructicola Ctr (C. tropicale), Cs
(C. siamense) e Ck (C. karsti).
).

0,8

a a

a

b

Média da lesão (mm)

0,7
0,6

a

b

0,5

b
a d

0,4

20 oC

0,3

b

0,2
0,1

c

c c

c

30 oC

c

0
Ct

Cf

Ctr
Espécies

Cs

25 oC

Ck

60
Figura 5 - Avaliação da permanência em câmara
câma úmidaa em folhas de graviola, após 5 dias em
diferentes temperaturas.Ct (Colletotrichum
Colletotrichum theobromicola),
theobromicola Cf (C.
C. fructicola),
fructicola Ctr (C. tropicale), Cs
(C. siamense) e Ck (C. karsti).
).

Média da lesão (mm)

3

a

a

2,5
2

a

1,5

b
a

1

b

a

a

a
a

a

a

a

20 oC
25

o

C

30 o

C

0,5

c

b

0
Ct

Cf

Ctr

Cs

Ck

Espécies

As espécies C. theobromicola,
theobromicola C. fructicola e C. siamense causaram
cau
sintomas em
todas as temperaturas. Os sintomas de antracnose não
não foram observados nas folhas de
pinheira inoculadas com as espécies C. tropicale e C. karstii quando utilizou a temperatura
te
de
20 oC (Figura 6).Todas
Todas as espécies de Colletotrichum causaram
am sintomas típicos
t
de
antracnose nas temperaturas de 25 oC e 30 oC (Figura 7 e 8,, respectivamente).
respectivamente Porém, a
temperatura de 25 oC proporcionou maior severidade nas folhas de pinheira.

Figura 6 – Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas
as de pinha após 5 dias de
inoculação na temperatura de 20 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola),
), Cf (C.
( fructicola), Ctr (C.
tropicale) e Cs (C. siamense)..

Ct

Cf

.
Fonte: Autora, 2017.

Cs

61
Figura 7 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de pinha após 5 dias de
inoculação na temperatura de 25 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Ctr (C.
tropicale) e Cs (C. siamense).

Ct

Cf

Ctr

Cs
s

Ck

Fonte: Autora, 2017.

Figura 8 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de pinha após 5 dias de
inoculação na temperatura de 30 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Ctr (C.
tropicale) e Cs (C. siamense).

Ct

Cf

Ctr

Cs

Ck

Fonte: Autora, 2017.

Em folhas de gravioleira após 5 dias de permanência em câmera úmida, houve o
aparecimento de manchas de coloração pardo-escura a preta. As espécies C.theobromicola, C.
tropicale, C. fructicola e C. siamense causaram sintomas de antracnose quando submetidas a
temperatura de 20 °C, com exceção da espécie C. karstii (Figura 9). Todas as espécies
causaram sintomas de antracnose nas folhas de gravioleira quando submetidas à temperatura
de 25 ºC (Figura 10). Na temperatura de 30 ºC, as espécies C. siamense, C.fructicola, C.
theobromicola e C. kasrtii causaram sintomas de antracnose (Figura 11), porém, não foi
possível observar desenvolvimento de sintomas para C. tropicale.

62
Figura 9 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de graviola após 5 dias de
inoculação na temperatura de 20 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Ctr (C.
tropicale) e Cs (C. siamense).

Ct

Ctr

Cf

Cs

Fonte: Autora, 2017.

Figura 10 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de graviola após 5 dias
de inoculação na temperatura de 25 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Cs (C.
siamense) e Ck (C. karsti).

Cs

Ct

Ctr

Cf

Ck

Fonte: Autora, 2017.

Figura 11 - Lesão da antracnose sob os períodos de câmara úmida em folhas de graviola após 5 dias
de inoculação na temperatura de 30 oC. Ct (Colletotrichum theobromicola), Cf (C. fructicola), Cs (C.
siamense) e Ck (C. karsti).

Ct

Cf

Cs

Ck

Fonte: Autora, 2017.

Oliveira (2016) observou em cladódios de palma forrageira que C.siamense,
apresentou maiores lesões nas temperaturas de 22°C e 26°C diferindo das demais
temperaturas, e que esta espécie, causou maiores lesões em todas as temperaturas estudadas,
indicando maior severidade quando comparada com as demais espécies testadas. C. karstii e
C. fructicola apresentaram lesões significativamente maiores apenas na temperatura de 22°C.
Maia (2011) observou que isolados de Colletotrichum obtidos de manga, apresentaram

63

melhor desenvolvimento quando submetidos às temperaturas de 20 ºC e 25 ºC. A temperatura
ideal para o crescimento vegetativo na maioria das espécies de Colletotrichum está na faixa de
25 ºC a 30 ºC (SUTTON, 1992).
Soares et al. (2008) afirmam que a temperatura influência a velocidade da germinação
de conídios, formação de apressórios, penetração e colonização de Colletotrichum
gloesporioides e de C. acutatum agentes causais da antracnose da goiaba. Em isolados de C.
gloeosporioides obtidos de solanáceas, foi constatado que o desenvolvimento das colônias
ocorreu na faixa de temperatura entre 25° C e 28ºC (TOZZE JUNIOR et al., 2006). Segundo
Bedendo e Amorim (2011), as temperaturas baixas levam à paralisação das atividades do
patógeno ou mesmo podem causar sua morte, já as temperaturas muito altas podem provocar
o dessecamento das estruturas fúngicas presentes na fonte de inóculo.
Em frutos de tomateiro, a temperatura de 25 oC influenciou significativamente a
incidência

de

podridões

causadas

por

Fusarium

verticillioides, Geotrichum

candidum e Rhizopus stolonifer (SILVEIRA et al., 2001).
Os resultados deste trabalho demonstram a influência da variável temperatura, do
período de permanência em câmera úmida na severidade das espécies de Colletotrichum de
pinheira e gravioleira.

64

4.4 CONCLUSÃO

A temperatura de 25 ºC e o período de permanência de 5 dias favoreceu o aparecimento de
sintomas de antracnose em folhas de pinha (Annona squamosa L.) e graviola (Annona
muricata L.).

65

REFERÊNCIAS
AGRIOS, G.N. Plant Pathology. 4ed. San Diego. Academic Press. 1997.
BEDENDO, I. P.; AMORIM, L. Ambiente e doença. In: AMORIM, L.; REZENDE, J. A. M.;
BERGAMIN FILHO, A. Manual de Fitopatologia: Princípios e conceitos. Piracicaba, 2011.
v. 01. Cap. 7, p. 133-147.
BRUNTON, L. L. et al., Base evolutiva da emergência da resistência. As Bases
Farmacológicas da Terapêutica de Goodman & Gilman. AMGH Editora Ltda, 12.ed.
1377p. 2012.

COSTA, J. F. O. Caracterização e epidemiologia comparativa de espécies de Colletotrichum
em anonáceas no Estado de Alagoas (Tese de doutorado). Universidade Federal de Alagoas,
Maceió-Al. 110 p. 2014.

CUIDAR. Disponível em: <http://www.cuidar.com.br/graviola>Acesso em: 15 de março
2016.

HALL, B. G. Phlogenetic Trees Made Easy: A How-to Manual for Molecular Biologists.
Massachusetts U.S.A.: Sinauer Associates, Inc., 2001.

JUNQUEIRA, N. T. V.; JUNQUEIRA, K. P. Principais doenças de anonáceas do Brasil:
Descrição e Controle. Palestra Anonáceas - V Congresso Internacional & Encontro
Brasileiro sobre Annonaceae: do gene à exportação (19 a 23 de Agosto de 2013). BotucatuSP.v. 36, edição especial, e. p. 055-064. 2014.

LOPEZ, A. M. Q. Doenças das anonáceas e do urucuzeiro. p. 73-77. In: KIATI, H.;
AMORIM, L.; REZENDE, J. A. M.; BERGAMIN FILHO, A.; CAMARGO, L. E. A. (eds.),
Manual de Fitopatologia. v.2, Doenças das plantas cultivadas, 4ª ed. São Paulo: Agronômica
Ceres, 663p., 2005.

MAIA, F.G.M et al., Efeito da temperatura no crescimento micelial, produção egerminação de
conídios de Colletotrichum spp. isolados de mangueira com sintomas de antracnose.
Bioscience Journal, Uberlândia, v.27, n.2, p.205-210, 2011.

O’DONNEL K.; CIGELNIK, E. Two divergent intragenomic rDNAITS2 types within a
monophyletic lineage of the fungus Fusarium are nonorthologous. Molecular
Phylogeneticsand Evolution, v. 7, p. 103-116, 1997.

66

OLIVEIRA, L.F.M. Etiologia da mancha marrom de palma (Nopalea cochenillifera SalmDyck), resistência de genótipos e efeito da temperatura e umidade sobre a doença. (Tese de
doutorado). Universidade Federal de Alagoas, Rio Largo, 72p. 2016.

PHOULIVONG, S. Colletotrichum, naming, control, resistance, biocontrol of weeds and
current challenges. Current Research in Environmental e Applied Mycology (1), 53-73,
2011.

POLTRONIERI, T.P.S. Patogenicidade, efeito da temperatura no desenvolvimento e
controle de isolados de Colletotrichum gloeosporioides, agente causadores da antracnose
da Juçara (Euterpe edulis Mart.). 2012. Dissertação (Mestrado em Fitopatologia Aplicada).
Universidade Federal do Rio de Janeiro. 2012.

ROJAS EI, REHNER SA, SAMUELS GJ, et al.,Colletotrichum gloeosporioides s.l.
associated with Theobroma cacao and other plants in Panamá: multilocus phylogenies
distinguish host-associated pathogens from asymptomatic endophytes. Mycologia102: 1318–
1338. 2010.

SILVEIRA, N.S.S. et al., Influência da temperatura, período de molhamento e concentração
do inoculo de fungos na incidência de podridões pós-colheita em frutos de tomateiro.
Fitopatologia Brasileira.v.26, p.33-38. 2001.
SOARES, A. R.; LOURENÇO, S. A.; AMORIM, L. Infecção de goiabas por Colletotrichum
gloeosporioides e Colletotrichum truncatum sob diferentes temperaturas e períodos de
molhamento. Tropical Plant Pathology, v. 33, p. 265- 272, 2008.

SUTTON, B.C. The genus Glomerella and its anamorph Colletotrichum. In: Bailey JA, Jeger
MJ, editors. Colletotrichum: biology, pathology and control. CAB International: Wallingford,
United Kingdom. 1–26. 1992.

TAVARES, G. M.; SOUZA, P. E. de. Efeito de fungicidas no controle in vitro de
Colletotrichum gloeosporioides, agente etiológico da antracnose do mamoeiro (Carica
papaya L.). Ciência e Agrotécnica. Lavras, v. 29, n. 1, p. 52-59, jan./fev. 2005.

TOZZE JUNIOR, H.J.; MELLO, B.A.; MASSOLA-JUNIOR, N.S. Caracterização
morfológica e fisiológica de isolados de Colletotrichum sp.causadores de antracnose em
solanaceas. Summa Phytopathologica, Botucatu, v.32, n.1, p.77-79, 2006.